Как приготовить мазки на малярию

Обновлено: 19.04.2024

Основной метод лабораторной диагностики малярии – обнаружение эритроцитарных паразитов в толстой капле или мазке крови. В практической работе исследуют преимущественно толстые капли, так как за один и тот же промежуток времени в толстой капле можно просмотреть в 30- 50 раз больший объем крови, чем в мазке, а следовательно, и количество плазмодиев в ней больше. К мазку обращаются лишь в тех случаях, когда видовую принадлежность найденных паразитов по толстой капле установить не удается. Для выявления возбудителей малярии кровь берут при первом же подозрении на эту инфекцию независимо от температуры тела (лучше всего во время лихорадки или сразу после озноба), поскольку паразиты циркулируют в крови и в интервале между приступами.

Предметные стекла, на которых готовят препараты, должны быть хорошо вымыты и обезжирены. Кровь берется с соблюдением правил асептики. Кожу пальца протирают спиртом и прокалывают стерильной иглой-копьем или толстой инъекционной иглой. Если кровь из мякоти пальца вытекает плохо, то больного просят сделать несколько энергичных движении рукой, кистью и слегка массируют палец. Первую выступившую каплю крови вытирают сухой ватой, затем палец поворачивают проколом вниз и ко второй капле прикасаются предметным стеклом.

Тонкие мазки крови приготавливают по методике, общепринятой для гематологических исследований. Мазок не должен доходить ни до конца, ни до краев предметного стекла. Поэтому капля крови должна быть диаметром не более 2–3 мм. Предметное шлифованное стекло, которым делается мазок, должно быть уже стекла, на которое наносят мазок. Для этого углы шлифованного стекла обламывают пинцетом. В целях приготовления мазка шлифованное стекло славят перед каплей крови под углом 45° и продвигают вперед до соприкосновения с ней. Когда кровь равномерно распределится между обоими стеклами, быстрым дви-жением делают мазок.

Для приготовления толстой капли крови на предметное стекло наносят каплю крови диаметром около 5 мм. Эту каплю размазывают иглой или углом предметного стекла в диск диаметром 10–15 мм. Толщина капли должна быть такой, чтобы сквозь нее можно было читать газетный шрифт Мазки не должны быть толстыми, поскольку после высыхания они растрескиваются и отстают от стекла. Обычно на стекло наносят 2–3 капли на некотором расстоянии одна от другой. Взятые капли должны быть отмечены. На обратной стороне стекла восковым карандашом указывается фамилия больного или соответствующий регистрационный номер.

Очень удобно наносить толстую каплю на влажный толстый мазок крови. В этом случае капля самостоятельно растекается в правильный диск. Простым карандашом на мазке делается маркировка препарата Такой препарат удобен еще и тем, что в мазке довольно хорошо сохраняется часть пораженных эритроцитов, а это важно для уточнения вида паразита. Преимущество данного метода в том, что капля, нанесенная на мазок, удерживается более прочно, чем нанесенная непосредственно на стекло.

Приготовленные толстые капли высушивают при комнатной температуре не менее 2–3 ч без какого-либо дополнительного подогревания во избежание фиксации крови. После высыхания капли на нее наливают краску Романовского- Гимза. разведенную как обычно (2 капли краски на 1 мл дистиллированной воды). Продолжительность окраски в среднем составляет 30- 45 мин. Окрашенную каплю осторожно ополаскивают водопроводной водой (сильная струя может смыть каплю) и просушивают в вертикальном положении. Фильтровальной бумагой ее высушивать нельзя. При окраске капли в водных растворах красок происходит выщелачивание гемоглобина из эритроцитов, вследствие чего в окрашенной капле эритроциты уже не видны. Из форменных элементов сохраняются лейкоциты и тромбоциты.

Мазки фиксируют, помещая их на 3 мин в метиловый или на 10 мин в 96% этиловый спирт. Зафиксированные препараты высушивают на воздухе, защищая от пыли и мух. Потом препараты помещают в специальный контейнер и окрашивают азур-эозиновым красителем по Романовскому – Гимза на протяжении 20- 30 мин.

По истечении этого срока контейнер подставляют под слабую струю воды и промывают. После того как из контейнера польется неокрашенная вода, остатки ее сливают и промывают еще раз. Не рекомендуется сначала сливать краску, а затем промывать мазок водой, поскольку пленка, образовавшаяся на поверхности красителя, может попасть на препараты и оказаться причиной Диагностической ошибки. Капля на мазке окрашивается так же, как толстая капля.

Промытые препараты высушивают и исследуют под микроскопом. В зараженных эритроцитах видны плазмодии малярии с голубой цитоплазмой и ярко-красным ядром. Нахождение плазмодиев малярии в крови больного является неоспоримым доказательством болезни.

В условиях сохранения рисков распространения новой коронавирусной инфекции Роспотребнадзор напоминает, что при сдаче ПЦР-теста необходимо соблюдать определенные рекомендации.

Что будет, если есть или пить перед сдачей мазков для теста ПЦР?

По инструкции к наборам для ПЦР-исследования на SARS-CoV-2 взятие мазков рекомендуется проводить не раньше 3-4 часов после последнего приёма пищи. Почему это важно?

Коронавирус SARS-Cov-2 живет внутри эпителиальных клеток. Для ПЦР-исследования важно получить мазок с достаточным количеством инфицированных клеток. В момент проглатывания еды эпителиальные клетки механически слущиваются пищевым комком с поверхности слизистой оболочки. Если взять мазок сразу после еды, в пробирку может попасть недостаточное количество инфицированных клеток. В этом случае, пациент может получить ложноотрицательный результат анализа. То же самое касается питья. Вода смывает с поверхности миндалин, задней стенки глотки инфицированные клетки.

Можно ли пользоваться лекарственными средствами в нос и горло (капли, спреи, антисептики) перед сдачей мазков?

Перед взятием мазков ни в коем случае нельзя использовать лекарственные средства для местного применения (капли, спреи и др). После их применения количество вируса на слизистой снижается и увеличивается вероятность получения ложноотрицательных результатов ПЦР-теста.

Можно ли употреблять алкоголь перед сдачей теста ПЦР и как это повлияет на результат?

Алкоголь содержит этиловый спирт (этанол), который также входит в состав многих антисептических средств. По рекомендациям Роспотребнадзора, для эффективного антисептического действия в составе дезинфицирующего средства должно быть не менее 60-80% этилового спирта. Хотя в состав спиртных напитков (обычно) входит меньше этанола, чем необходимо для дезинфекции, но после приема алкоголя вероятность выявления коронавируса в мазке также может снизиться.

Почему нельзя чистить зубы перед сдачей теста ПЦР?

Основная цель на этапе взятия мазков для ПЦР-исследования – получить биологический материал с достаточным количеством клеток, пораженных коронавирусом. Применение любых очищающих средств для полости рта снижает количество вируса в получаемом мазке. Зубная паста может содержать антисептические компоненты. Попадание ее остатков в пробирку с мазком может мешать проведению анализа. Кроме того, чистка зубов требует еще и дополнительного полоскания рта, что также не рекомендовано перед забором биоматериала.

Применение косметики (помады, блески и бальзамы для губ) может повлиять на результат теста?

Материал для исследования берут не из полости рта, а из зева и носоглотки. Если соблюдать все правила взятия мазка и не прикасаться зондом к губам, то наличие декоративной косметики не должно помешать получению адекватного материала для ПЦР-теста. Но при случайном попадании в пробу косметические средства могут замедлить ПЦР-реакцию. Поэтому лучше декоративную косметику нанести уже после того, как мазок был взят.

Откуда все-таки берут мазок – из зева или носоглотки?

Минимум за 3 часа до взятия мазков из ротоглотки (зева) нельзя: принимать пищу, пить, чистить зубы, полоскать рот/горло, использовать спрей-освежитель для ротовой полости, жевать жевательную резинку, курить.

Минимум за 3 часа до взятия мазков из носоглотки нельзя: промывать нос, использовать спреи, капли, мази для носа.

За два дня до взятия мазка рекомендуется отказаться от употребления спиртных напитков.

1. 70%-ый спирт, предметные стекла, обезжиренные смесью Никифорова, бланки направлений, ручка, стеклограф, спички, круглая резинка, конверт из крафт-бумаги, лоток для сброса, емкость с дезинфицирующим раствором;

2. Стерильные: лоток, индивидуальные перья-копья, пинцет, ватные шарики.

II. Ход манипуляции:

1. Установить доверительные отношения с пациентом;

2. Объяснить цель и ход процедуры;

3. Вымыть и просушить руки;

4. Надеть маску, перчатки;

5. Обработать кожу 4-го пальца руки спиртом;

6. Проколоть мякоть последней фаланги 4-го пальца индивидуальным пером-копьем;

7. Поместить перо в лоток для сброса;

8. Снять первую каплю крови сухим ватным шариком;

9. Поместить шарик в емкость с дезинфицирующим раствором;

10. Повернуть палец проколом вниз;

11. Прикоснуться предметным стеклом ко второй капле крови;

12. Приложить ватный шарик к месту прокола;

13. Размазать каплю крови на предметном стекле в диск диаметром 10-15 мм углом второго предметного стекла;

14. Обвести толстую каплю крови стеклографом с обратной стороны стекла;

15. Указать регистрационный номер с обратной стороны стекла;

16. Высушить препарат на воздухе в горизонтальном положении, предохраняя от пыли и мух;

17. Поместить толстую каплю между двумя предметными стеклами, используя спичку и круглую резинку;

18. Оформить направление в паразитологическую лабораторию;

19. Поместить препарат в конверт;

21. Провести дезинфекцию лотка, пинцета, шариков, пера-копья;

22. Снять маску, перчатки;

23. Вымыть и просушить руки.

1. Взятие крови проводится немедленно при подозрении на заболевание;

2. При взятии крови строго соблюдать правила асептики;

3. Нельзя пользоваться иглами Франка и иглами от шприца;

4. Предметное стекло держать пальцами за края, чтобы не оставить отпечатков;

5. После высыхания капли через нее должен слабо просвечиваться крупный печатный текст, а при микроскопии должно насчитываться в среднем 10-15 ядер лейкоцитов;

6. На одном стекле можно приготовить 2 толстые капли с двух краев стекла;

7. Кровь лучше брать во время лихорадочного периода и в межприступный период.

2. Проинформировать пациента о предстоящей манипуляции и ходе ее выполнения, получить информированное согласие.

3. Помочь пациенту занять нужное положение, выбрать для манипуляции руку, менее используемую в быту.

Техника выполнения:

1. Оформить направление, повести гигиеническую обработку рук, надеть перчатки.

- обработать дважды место прокола стерильным ватным шариком, смоченным в спирте.

- проколоть иглой – копьём (скарификатором) кожу четвертого пальца.

- убрать первую каплю крови сухим ватным шариком.

- к следующей капле крови прикасаются стеклом в 2 местах на небольшом расстоянии друг от друга, не касаясь пальца. Приложить к месту прокола ватный шарик, смоченный спиртом.

- затем, углом другого стекла или стеклянной палочкой обе капли соединяют и размазывают до диаметра 10-15 мм.

- приготовленный препарат кладут на горизонтальную поверхность для высыхания.

- указать стеклографом на обратной стороне стекла номер в соответствии с номером направления.

- обработать дважды место прокола стерильным ватным шариком, смоченным в спирте.

- проколоть иглой – копьём (скарификатором) кожу четвертого пальца.

- убрать первую каплю крови сухим ватным шариком.

- прикоснутся ко второй капли крови узкой стороной предметного стекла, отступив от края на 1-2 сантиметра; приложить к месту прокола ватный шарик смоченный спиртом.

- подвести к капле крови шлифованное стекло под углом в 45 градусов; подождать пока кровь не растечется вдоль края соприкосновения пластинок; быстрым и непрерывным движением покровного стекла размазать кровь вдоль поверхности предметного стекла; в горизонтальном положении высушить мазок на воздухе;

- стеклографом указать на обратной стороне стекла номер в соответствии с номером направления.

2. Поместить высушенные мазки в планшет для хранения микропрепаратов, затем в контейнер для транспортировки.

3. Обработать использованный материал в соответствии с требованиями санэпидрежима.

4. Провести гигиеническую обработку рук.

5. Доставить материал в паразитологическую или клиническую лабораторию.

Возможные осложнения: инфицирование.

Примечание:

- Забор крови желательно проводить в период повышения температуры в начале заболевания и на фоне нормальной температуры в конце заболевания для контроля эффективности лечения.

- Обычно для каждого пациента готовят 2-3 толстые капли одновременно и 1 мазок крови.

Приготовление мазка и толстой капли крови при малярии.Основной метод лабораторной диагностики малярии - обнаружение эритроцитарных паразитов в толстой капле или мазке крови. В практической работе исследуют преимущественно толстые капли, так как за один и тот же промежуток времени в толстой капле можно просмотреть в 30 - 50 раз больший объем крови, чем в мазке, следовательно, и количество плазмодиев в ней больше. К мазку обращаются лишь в тех случаях, когда видовую принадлежность найденных паразитов по толстой капле установить не удается. Для выявления возбудителей малярии кровь берут при первом же подозрении на эту инфекцию независимо от температуры тела, поскольку паразиты циркулируют в крови и в интервале между приступами.

Предметные стекла, на которых готовят препараты, должны быть хорошо вымыты и обезжирены. Кровь берется с соблюдением правил асептики. Кожу пальца протирают спиртом и прокалывают простерилизованной иглой-копьем или толстой инъекционной иглой. Если кровь из мякоти пальца вытекает плохо, то больного просят сделать несколько энергичных движений рукой, кистью и слегка массируют палец. Первую выступившую каплю крови вытирают сухой ватой, затем палец поворачивают проколом вниз и ко второй капле прикасаются предметным стеклом.

Тонкие мазки крови приготавливают по методике, общепринятой для гематологических исследований. Мазок не должен доходить ни до конца, ни до краев предметного стекла. Поэтому капля крови должна быть диаметром не более 2 - 3 мм. Предметное шлифованное стекло, которым делается мазок, должно быть уже стекла, на которое наносят мазок. Для этого углы шлифованного стекла обламывают пинцетом. В целях приготовления мазка шлифованное стекло ставят перед каплей крови под углом 45° и продвигают вперед до соприкосновения с ней. Когда кровь равномерно распределится между обоими стеклами, быстрым движением делают мазок.

Для приготовления толстой капли крови на предметное стекло наносят каплю крови диаметром около 5 мм. Эту каплю размазывают иглой или углом предметного стекла в диск диаметром 10 - 15 мм. Толщина капли должна быть такой, чтобы сквозь нее можно было читать газетный шрифт Мазки не должны быть толстыми, поскольку после высыхания они растрескиваются и отстают от стекла. Обычно на стекло наносят 2 - 3 капли на некотором расстоянии одна от другой. Взятые капли должны быть отмечены. На обратной стороне стекла восковым карандашом указывается фамилия больного или соответствующий регистрационный номер.

Приготовленные толстые капли высушивают при комнатной температуре не менее 2 - 3 ч без какого-либо дополнительного подогревания во избежание фиксации крови. После высыхания капли на нее наливают краску Романовского - Гимзы, разведенную как обычно (2 капли краски на 1 мл дистиллированной воды). Продолжительность окраски в среднем составляет 30 - 45 мин. Окрашенную каплю осторожно ополаскивают водопроводной водой (сильная струя может смыть каплю) и просушивают в вертикальном положении. Фильтровальной бумагой ее высушивать нельзя. При окраске капли в водных растворах красок происходит выщелачивание гемоглобина из эритроцитов, вследствие чего в окрашенной капле эритроциты уже не видны. Из форменных элементов сохраняются лейкоциты и тромбоциты.

Мазки фиксируют, помещая их на 3 мин в метиловый или на 10 мин в 96% этиловый спирт. Зафиксированные препараты высушивают на воздухе, защищая от пыли и мух. Потом препараты помещают в специальный контейнер и окрашивают азур-эозиновым красителем по Романовскому - Гимзе на протяжении 20 - 30 мин.

По истечении этого срока контейнер подставляют под слабую струю воды и промывают. После того как из контейнера польется неокрашенная вода, остатки ее сливают и промывают еще раз. Не рекомендуется сначала сливать краску, а затем промывать мазок водой, поскольку пленка, образовавшаяся на поверхности красителя, может попасть на препараты и оказаться причиной диагностической ошибки. Капля на мазке окрашивается так же, как толстая капля.

Определение интенсивности паразитемии при малярии. Достаточно точный метод сводится к подсчету среднего числа паразитов на одно поле зрения толстой капли. Если паразитов много, то подсчет ведут в 10 полях зрения, если мало в 100. Численность указывают отдельно для обнаруженных стадий паразита, например, р. falciparum кольца +++, гаметоциты +. Применительно к численности колец ВОЗ рекомендованы следующие символы:

1 – 10 в 100 п. зр = +.

более 10 в п. зр. = + + ++

более 100 в п.зр.=+ + + + +

Лаборанты с высоким уровнем подготовки применяют более точный метод, а именно, подсчитывают численность паразитов по отношению к числу лейкоцитов. Например, в толстой кишке на 100 лейкоцитов найдено 20 паразитов.

Допуская, что у больного 4.000 лейкоцитов в 1 мкл крови, легко установить:

в исследованных полях зрения – 100 лейкоцитов и 20 паразитов в 1 мкл имеется 4000 лейкоцитов и Х паразитов. Следовательно, в 1 мкл: 4000х20/100 = 800 паразитов. Подсчет будет еще более точным, если в формулу ввести конкретное, а не предположительное число лейкоцитов у данного пациента. При очень высокой паразитемии ее интенсивность может быть охарактеризована числом паразитов на 100 эритроцитов, подсчитанных в тонком мазке.

Читайте также: