Комплегон питательная среда для выделения гонококка инструкция

Обновлено: 24.04.2024

ФГБОУ ВПО "Мордовский государственный университет им. Н.П. Огарева"

Анализ антибиотикорезистентности штаммов Neisseria gonorrhoeae, выделенных у жителей Республики Мордовия

Журнал: Клиническая дерматология и венерология. 2017;16(3): 24‑28

ФГБОУ ВПО "Мордовский государственный университет им. Н.П. Огарева"

С середины 70-х годов XX века во всем мире отмечается неуклонный рост резистентности Neisseria gonorrhoeae к антимикробным препаратам (АМП) различных групп [1]. Резистентные штаммы гонококка имеют склонность к быстрому распространению, требуя замены успешных в прошлом схем лечения [2].

Сложная антигенная структура, большое разнообразие факторов патогенности, способность быстро менять структуру поверхностных белков позволяют возбудителю гонореи успешно противостоять действию защитных сил макроорганизма и вырабатывать устойчивость к АМП [3].

Выявленные фенотипические и генотипические особенности штаммов гонококка, циркулирующих в различных популяциях, определяют различный уровень резистентности к АМП [7]. С 1992 г. ВОЗ ведет надзор за антибиотикорезистентностью гонококка в различных регионах Земли.

Цель работы — изучение антибиотикорезистентности культур гонококка, выделенных из урогенитального тракта у жителей Республики Мордовия.

Материал и методы

Проведено исследование антибиотикорезистентности культур N. gonorrhoeae, полученных от 50 пациентов (38 мужчин и 12 женщин) Республики Мордовия, проходивших амбулаторное и стационарное обследование в Мордовском республиканском кожно-венерологическом диспансере (Саранск) в 2010—2015 гг.

Критерии включения в исследование: полученный рост культуры гонококка на питательной среде, возраст старше 18 лет.

При интерпретации результатов исследуемые штаммы N. gonorrhoeae могли быть отнесены к одной из трех категорий. Чувствительными (S — sensitive) были признаны штаммы гонококка, рост которых подавлялся при концентрациях препарата, обнаруживаемых в организме человека при использовании обычных доз противомикробных препаратов. Для подавления штаммов с промежуточным уровнем чувствительности (I — intermediate) требовались концентрации, создаваемые при введении максимальных разрешенных доз АМП. Рост устойчивых (R — resistant) штаммов не подавлялся концентрациями АМП, создаваемыми в организме при использовании максимально допустимых доз препарата.

Статистическая обработка результатов проводилась с использованием пакетов прикладных программ Microsoft Excel и Statistica 6.0 for Windows. Оценку достоверности различия сравниваемых групп проводили с помощью критерия соответствия χ 2 . Достоверно значимыми считали результаты при р

Результаты

Результаты исследования антибиотикорезистентности культур гонококка, полученных из урогенитального тракта жителей Республики Мордовия, представлены в табл. 1.

Таблица 1. Чувствительность к антибиотикам культур N. go-norrhoeae, полученных от жителей Республики Мордовия (n=50) (в %)

Культуры гонококка, выделенные от жителей республики, были резистентны в отношении триметоприма (75%), канамицина (66,7%), азитромицина (56%), кларитромицина (53,8%) и рокситромицина (50%). Наиболее высокая чувствительность у возбудителя гонореи была к цефтриаксону (6,3%), офлоксацину (16,7%) и ципрофлоксацину (20%). К доксициклину, рифампицину, гентамицину, пефлоксацину, левофлоксацину, амоксициллину был резистентны от 34,1 до 26,1% культур N. gonorrhoeae.

В зависимости от результатов культурального исследования, изучаемые штаммы гонококка были разделены на две группы. В 27 (54%) случаев при посеве был выявлен рост только N. gonorrhoeae. У 23 (46%) обследованных при посеве, наряду с гонококком, выявлен рост сопутствующей микрофлоры, включая S. аureus.

С помощью критерия соответствия χ-квадрат было выявлено (табл. 2), что при одновременном росте на питательных средах S. aureus и других микроорганизмов отмечалась более высокая резистентность культур N. gonorrhoeae к офлоксацину, пефлоксацину, гентамицину, амоксициллину, доксициклину, кларитромицину, канамицину (во всех случаях р<0,001) и азитромицину (р<0,05). К рокситромицину и ципрофлоксацину, напротив, гонококк в составе микробных ассоциаций был более чувствителен (в обоих случаях р<0,001).

Таблица 2. Влияние микробных ассоциаций на чувствительность гонококка к антибиотиками

Данные литературы об уровне резистентности N. gonorrhoeae к различным АМП весьма сильно варьируют. Так, более высокий уровень устойчивости гонококка к ципрофлоксацину выявлен при исследовании в Санкт-Петербурге, Архангельской области и Приморском крае [9, 11].

Сходные с нашими данные о высокой частоте ассоциации N. gonorrhoeae и S. aureus получены при исследовании в Приморском крае [11]. Авторы предлагают гипотезу о том, что повышение уровня антибиотикорезистентности у штаммов гонококка, находившихся в ассоциации, может быть связано с передачей генетического материала от золотистого стафилококка к возбудителю гонореи.

Заключение

Таким образом, культуры гонококка, выделенные от жителей Республики Мордовия, характеризуются высоким уровнем резистентности к широкому спектру противомикробных препаратов: триметоприму (75%), канамицину (66,6%), азитромицину (56%), кларитромицину (53,8%) и рокситромицину (50%). От ¼ до 1/3 исследованных культур гонококка были нечувствительны к амоксициллину, левофлоксацину, пефлоксацину, рифампицину, гентамицину, доксициклину. Относительно более низкий уровень устойчивости был выявлен в отношении цефтриаксона (6,3%), офлоксацина (16,7%) и ципрофлоксацина (20%).

Учитывая столь высокий уровень антибиотикорезистентности, назначение этиотропной терапии гонореи представляется возможным только после культурального исследования с определением чувствительности возбудителя к антибиотикам.

Полученные данные о более высокой антибиотикорезистентности культур гонококка при наличии сопутствующей микрофлоры требуют дальнейшего изучения для оценки роли микробных ассоциаций в формировании резистентности к противомикробным препаратам у больных гонореей.

КЛЕБСИЕЛЛА 5-АСК (одноэтапное выделение и одновременная идентификация бактерий рода Klebsiella, виды: К.pneumoniae, K.oxytoca, K.mobilis)

Комплегон®, питательная среда для выделения гонококка сухая

МИКОПЛАЗМА-50 (одновременное выделение, идентификация и полуколичественная оценка титра Mycoplasma hominis, с пробирками), комплект №1

МИКОПЛАЗМА-АЧ-12 (одновременное выделение, идентификация, полуколичественная оценка титра и определение чувствительности Mycoplasma hominis к 12 антибиотикам в стрипах), комплект №3

МИКОПЛАЗМА-АЧ-4 (одновременное выделение, идентификация, полуколичественная оценка титра и определение чувствительности Mycoplasma hominis к 4 антибиотикам в стрипах), комплект №1

МИКОПЛАЗМА-АЧ-6 (одновременное выделение, идентификация и определение чувствительности Mycoplasma hominis к 6 антибиотикам в стрипах), комплект №2

МИКОПЛАЗМА-М (одновременное выделение, идентификация и полуколичественная оценка титра Mycoplasma hominis на планшете), комплект №2

МИКОПЛАЗМА-СРЕДА-25мл (лиофильно высушенная селективная хромогенная среда для культивирования Mycoplasma hominis)

МИКОПЛАЗМА-СРЕДА-50мл (лиофильно высушенная селективная хромогенная среда для культивирования Mycoplasma hominis)

МИКОПЛАЗМА-Т (транспортная среда для урогенитальных микоплазм Ureaplasma urealyticum и Mycoplasma hominis, с пробирками)

Набор реагентов “Основа питательной среды для выделения влагалищных трихомонад сухая”

Набор реагентов “Основа питательной среды для выделения и культивирования гонококков сухая (Аргинин агар)

Лабораторные методы широко применяются при диагностике заболеваний мочеполовой системы, передающихся половым путем: гонореи, сифилиса, трихомониаза и др. Наличие заболевания требует проведения мероприятий, призванных выявить причину инфекции.

Питательная среда "СВГ" предназначена для выделения и культивирования гонококков при исследовании материала от пациента. Каждый набор рассчитан на приготовление 110 мл гонококковой среды, готовой к применению.

Состав набора

Набор для получения питательной среды следует хранить при температуре 2 - 8 °С не более 12 месяцев. Плотная питательная среда может храниться в пробирках или чашках Петри не более 7 суток. В состав набора для приготовления питательной среды входит:

основа: агар, дрожжевой экстракт, пептон, крахмал, соли;
селективная добавка: коэнзимы, лизат эритроцитов, противогрибковые препараты, антибиотики, сахара;
инструкция по использованию набора.

Методика проведения

Методика включает несколько этапов, каждый из которых должен проходить в соответствии с определёнными требованиями. По завершении всех стадий диагностики заболевания с помощью метода культивирования возбудителя на гонококковой среде производится учёт результатов через 24 часа, 48 часов и 72 часа. При острой гонорее отмечается рост гонококка в течение первых суток, при хронической - до 72 часов.

Приготовление раствора основы среды для культуральной диагностики осуществляется путём высыпания основы в ёмкость, содержащую дистиллированную воду (100 мл) для последующего набухания. Полученную суспензию помещают на водяную баню и периодически перемешивают до полного растворения основы, затем раствор кипятят в течение 2 минут. Раствор селективной добавки готовят ее растворением в дистиллированной воде (10 мл) при перемешивании.

Готовая питательная среда образуется при добавлении раствора селективной добавки к раствору основы. Полученную среду разливают в стерильные чашки Петри. Перед проведением исследования гонококковая среда должна быть выдержана в течение часа при температуре 37 °С. Затем производят посев материала в соответствии с приказом Минздрава "Об унификации микробиологических (бактериологических) методов исследования, применяемых в клинико-диагностических лабораториях лечебно-профилактических учреждений".

Для выделения менингококков из диагностического материала за рубежом используют шоколадный агар (BioMerieux, BBL) и добавку ростовых факторов (PolyVitex, BioMerieux). В качестве селективных, питательных сред для выделения Nesseria meningitidis чаще всего используют тот же шоколадный агар с добавкой PolyVitex и ингибиторной смеси VCN (ванкомицин – 3 мкг/мл, колистин – 7,5 мкг/мл и нистатин – 1,25 ед/мл, подавляют рост большинства грамположительных и грамотрицательных бактерий, сапрофитных видов нейссерий, дрожжей и дрожжеподобных грибов). В России на основании действующих нормативных документов для выделения менингококков используют сывороточный, шоколадный, кровяной агары лабораторного приготовления (на различных, питательных основах). Отечественная коммерческая среда менингоагар (ГНПЦ ПМ, Оболенск) к настоящему времени еще не нашла широкого применения. В качестве добавок, ингибирующих рост посторонней микрофлоры, рекомендовано использование ристомицина (20 ед/мл) или линкомицина (5 мкг/мл).

Приведенные данные свидетельствуют об использовании в лабораторно-диагностической практике для выделения N.meningitidis питательных сред лабораторного приготовления, отсутствии отечественных коммерческих селективных, питательных сред и требуют разработки таких сред.

Цель работы – конструирование и апробация питательной среды для выделения N.meningitidis.

Сконструирована питательная среда для выделения N.meningitidis, не требующая добавления сыворотки, основу которой составляет предложенная ранее среда для выращивания бактерий рода Haemophilus (без факторов роста – V и Х). Селективные свойства среды в отношении менингококков обеспечены введением ванкомицина и колистина – антибактериальной добавки, ингибирующей рост непатогенных нейссерий и посторонней микрофлоры. Созданная питательная среда успешно апробирована при обследовании детей на носоглоточное носительство менигококков. (См. статью: Черкасова Л.С. с соавт. "Питательная среда для выделения Neisseria meningitidis").

Читайте также: