Методики по созданию инфекционных фонов

Обновлено: 24.04.2024

В статье представлены и обсуждаются результаты применения различных методов создания инфекционного фона Pyricularia oryzae для проведения фитопатологической оценки устойчивости селекционных материалов риса к пирикуляриозу и отбора болезнеустойчивых сортов и линии риса. Экспериментальным путем установлено, что наиболее эффективным лабораторным методом создания инфекционного фона является инокуляция отрезки листьев растений риса фильтровальной бумагой, пропитанной конидиальной суспензией гриба и инокуляция отрезки листьев растений риса каплями конидиальной суспензии патогена.

Введение

Одним из опасных заболеваний риса во всем мире, в том числе и в Казахстане, является пирикуляриоз, вызываемый несовершенным грибом Pyricularia oryzae Br. et Cav. (синоним Magnaporthe grisea (Hebert) Barr) 3. Впервые оно было описано в Японии в 1704 г., а его возбудитель – в 1896 г. Сейчас пирикуляриоз известен во всех районах возделывания риса [1]. Патоген поражает все надземные органы растения, что приводит к потере урожая на 30-60%, а в годы эпифитотий – на 80-100% 4.

Наиболее практичным и экономичным подходом в борьбе с пирикуляриозом риса является использование сортов, устойчивых к болезни. Определение устойчивости растений к патогену базируется на создании жесткого инфекционного фона и провокационных условий при возделывании культуры. Инфекционный фон может быть естественным и искусственным. При этом естественный инфекционный фон непостоянен и может варьиро-вать в пределах одного года и в разрезе отдельных лет, так как погодные условия не всегда благоприятствуют развитию, интенсивному размножению и распространению возбудителя болезни. В годы с умеренным и слабым развитием болезней гарантированную оценку болезнеустойчивости обеспечивает искусственное заражение растений, которое можно осуществлять как в полевых инфекционных питомниках, так и в условиях искусственного климата – теплицах и климатических камерах [6, 7].

В связи с этим, фитопатологии и селекционеры в своей работе в основном использует искусственный инфекционный фон для определения вирулентности гриба и отбора устойчивых сортов растений. Следовательно, изучение иммунологических свойств исходного и селекционного материала при искусственном заражении растений позволяет выявлять потенциальную и стабильную устойчивость сортообразцов, проводить своевременную браковку и отбор невосприимчивых форм на всех этапах селекции, что значительно ускоряет селекционный процесс, сокращая сроки выведения новых сортов культуры [8].

Успешная инокуляция может быть осуществлена при наличии ряда благоприятных условий [9]:

оптимальная температура для прорастания спор, конидии или развития мицелия гриба;
высокая влажность на поверхности листьев для прорастания спор;
качество и интенсивность освещения;
растения должны быть в достаточно восприимчивой физиологической стадии развития;
инокулюм должен быть наиболее эффективно распределен на растении.

К настоящему времени разработаны различные способы и методы создания инфекционного фона возбудителем P.oryzae. Однако не все известные методы являются эффективными для оценки устойчивости сортов риса к болезни. Прежде чем провести массовый скрининг сортов риса на устойчивость, необходимо выбрать эффективного метода по созданию инфекционного фона, что сказывается на качестве проведения эксперимента. Кроме того, проведение фитопатологических и иммунологических исследований в Казахстане лимитируется отсутствием коллекции изолятов возбудителя пирикуляриоза, не разработанностью полевых и лабораторных методик оценки болезнеустойчивости с использованием современных методов.

Материалы и методы

В качестве инфекционного материала использована смесь из казахстанских изолятов возбудителя P. oryzae, которые выделены в 2013-2014 гг. и культивированы на картофельно-декстрозном агаре. Для приготовления суспензии культуру гриба с поверхности агара соскабливали шпателем и суспензировали в стерильной воде. Полученную суспензию фильтровали и разводили водой до необходимой концентрации. Для проведения инокуляции растений были использованы Твин 80 и желатин.

На основании анализа литературных данных подобраны четыре метода инокуляции растений риса возбудителем P. oryzae, которые были использованы в данной работе:

метод опрыскивания [2, 10, 11];
смазывания листьев суспензией гриба [12];
инокуляция отрезки листьев каплями суспензией гриба [13];
инокуляция отрезки листьев фильтровальной бумагой пропитанной суспензией гриба [14].

Количество спор в суспензии (на 1 см2 площади колонии) определяли с помощью камеры Горяева по формуле:

Микроскопические работы проводили с помощью цифрового микроскопа (MC 300TS, Австрия), анализ микроскопических изображений проведен по компьютерной программе Motic Images 2000-1.3. Освещенность измеряли люксметром Ю-116.

Результаты и их обсуждение

На основе полученных результатов, можно считать, что метод заражения каплями конидиальной суспензии патогена имеет ряд преимуществ. Во-первых, данный метод позволяет, определит патогенность гриба в контролируемой среде, т.к. эксперименты выполняются в лабораторных боксах, и поэтому нет риска распространения гриба. А во- вторых метод экономичен во времени, не требует много растительного материала, изолята гриба, много места в лаборатории. Кроме того, использование данного метода позволяет одновременно заразить одних и тех же образцов несколькими изолятами болезни. Результаты исследований показаны на рисунке 1.

Результаты лабораторных экспериментов показали, что конидии пирикуляриоза риса можно поместить на растения разными способами. При этом дана характеристика к четырем методам заражения сортов риса возбудителем P. oryzae (суммировано в таблице 1).

Таблица 1 – Основные параметры методов заражения риса возбудителем P. Oryzae

Как видно из данных таблицы 1, что почти все применяемых методов можно использовать с водным носителем. Чтобы сохранить конидии в суспензии, необходимо добавит нефитотоксичный смачивающий агент, такой как Tвин 20 и желатин, а так же для заражения может быть использован опрыскиватель, щетка, фильтровальная бумага, шприц или микропипетка. Установлено, что процесс инфицирования проростков риса возбудителем P. oryzae происходит в интервале температур 22-28 оС с удлинением влажного периода до 48 ч. По литературным данным [12] наиболее благоприятной можно считать температуру, близкую к 26 оС, при которой первые признаки заражения проявляются уже после 4 сут заражения. Чем больше температура воздуха отклоняется от оптимальной (26 оС) в ту или иную сторону, тем требуется больший период увлажнения для инфицирования и проявления признаков пирикуляриоза на растениях.

Следует отметить, что для освещения растений мы использовали световую установку, состоящую из ртутно-дуговых люминесцентных ламп высокого давления (ДРЛ-2000), следовательно, в опытах освещенность была в пределах 10-20 тыс. люкс. При использовании отдельных методов затраты времени и труда значительны, но риск контаминации минимален и в научном плане высокоэффективен. В любом случае выбранный метод зависит от цели инокуляции, количества инокулируемых растений, количества пригодного инокулюма и материально-технической возможности экспериментатора.

Работа выполнена в рамках программы грантового финансирования Республики Казахстан на 2013-2015 гг. (грант №2495/ГФЗ).

Для создания в полевых условиях искусственного инфекционного фона почвообитающих возбудителей болезни (Fusarium, Pythium, Sclerotinium, Rhizoctonia) применяют метод монокультуры восприимчивого растения-хозяина в течение нескольких лет. Накопление инфекции можно ускорить искусственным заражением почвы путём внесения растительных остатков или почвы с участков, на которых отмечено эпифитотийное развитие заболевания. Размноженную на питательных средах чистую культуру патогена можно внести на поле при посеве и два — три раза в течение вегетационного периода. Последний приём применяется не только для почвообитающих грибов, бактерий и нематод, но и для зимующих стадий факультативных и облигатных паразитов.

В вегетационных и лабораторных условиях стерилизованную почву перед посевом смешивают с чистой культурой возбудителя фузариоза, размноженной на стерильных семенах овса или растения-хозяина.

Другой способ эффективного заражения — намачивание проростков с травмированными корешками в гомогенате чистой культуры патогена в течение 1 часа перед посевом семян в вегетационные сосуды или ящики со стерильной почвой. Ниже приводятся примеры создания искусственных инфекционных фонов для различных зерно-вых бобовых культур в селекционных центрах ряда стран.

Были изучены варианты:

посев летом при температуре почвы 18—20°С, т. е. оптимальный для развития возбудителя болезни;
выращивание сортов гороха в монокультуре;
внесение патогена с семенами гороха при посеве;
внесение культуры возбудителя болезни в почву перед посевом.

Контролем служил сорт, посеянный в оптимальный срок по принятой в регионе технологии возделывания.

Культуру возбудителя выращивали на стерильных семенах овса и гороха в соотношении 2:1 и после 18—20 дней инкубации подсушивали в тени при температуре не выше 25°С, затем размалывали на электрической мельнице и полученный препарат вносили в почву из расчета 100 г/м².

Наиболее достоверные результаты в течение трех лет (1976—1978) были получены в варианте 4 (внесение культуры патогена в почву перед посевом), который впоследствии и был принят за основу. При этом осенью перед обработкой почвы вносят измельченные больные растения, а весной перед культивацией — 100 г/м² возбудителя в условиях монокультуры в течение ряда лет. Для контроля за равномерностью распределения инфекционной нагрузки через каждые 5—10 делянок высевали восприимчивый сорт, по степени поражения которого судили о выравненности фона.

Шевченко и Кирпичева разработали и применяют следующую методику создания фузариозного фона для гороха. Чистую культуру F. oxysporum выделяли на картофельно-глюкозной агаровой питательной среде. Затем по 100 г семян овса помещали в химические стаканчики объёмом 800 мл, заливали 100 см 3 воды и стерилизовали в автоклаве под давлением 2 атм. в течение 1 часа. После остывания зерно встряхивали и в стерильных условиях высевали на него суспензию культуры гриба. Через 15 дней появлялась плотно сплетенная грибница. Затем готовую культуру извлекали из стаканов, рассыпали тонким слоем (до 3 см) и просушивали на воздухе. Перед посевом гороха в почву вносили инфицированное зерно овса из расчета 150 г/м². В течение вегетационного периода влажность почвы поддерживали на уровне 80% путем орошения.

Польский исследовательский центр по испытанию сортов гороха в течение трёх лет, начиная с 1990 года, провел полевые и вегетационные эксперименты по оценке уровня устойчивости 60 сортов гороха к фузариозному увяданию (F. oxysporum) и корневым гнилям (F. solani, F. culmorum). Инокулюм для инокуляции готовили из 10—12 изолятов трех видов Fusarium (Fo, Fs, Fc). Культуру каждого изолята гриба выращивали на среде, содержащей семена гороха, перлит и воду в соотношении 1:1:2/3 в течение трех недель при комнатной температуре. Колбы регулярно встряхивали во избежание образования комков. Когда среда полностью покрылась мицелием гриба, изоляты смешали и использовали как стандартный инокулюм. Затем все инокулированные семена были стерилизованы этанолом, вынуты и промыты стерилизованной водой.

Почва опытных делянок в поле была инфицирована стандартным инокулюмом в объёме 75 см 3 на 1 м рядка делянки площадью 4 м² (2×2) с 4-кратной повторностью для инокулюма и 4-кратной без инокуляции. Учет поражения проводили в течение вегетации, а после уборки семена взвешивали для учета влияния поражения на урожай по сравнению с контрольным вариантом без инокуляции.

В тепличном варианте опыта растения также были инфицированы через почву. Семена каждого сорта гороха высевали в грунт со смесью торфа, песка, перлита и стандартного инокулюма (15 см 3 на 5 семян). Через 4 недели проростки удалили из субстрата и тщательно промыли в воде. Симптомы болезни отмечали по шкале от 0 (здоровые растения) до 9 (семена не проросли), после чего растения высушивали и взвешивали. В итоге результаты полевой и лабораторной оценки коррелировали между собой.

Фузариозный фон люпина. По отношению к люпину применяют двух-трехлетнюю монокультуру сильно восприимчивого сорта, внесение в почву измельченных пораженных растений или размноженных на питательной среде патогенов (5, 6). В качестве питательного субстрата могут служить зёрна хлебных злаков, особенно, проса и овса. Под инфекционный фон используют участки, изолированные от хозяйственных посевов, чистые от сорняков и пригодные для возделывания зерновых бобовых культур.

Подготовленный инфекционный материал люпина в конце августа вносят на поле из расчета 150—200 г/м² под культивацию, которую проводят вслед за внесением инокулюма. В первый год после внесения инфекции участок следует засевать восприимчивым к фузариозному увяданию сортом люпина. Созданный таким способом инфекционный фон можно использовать в течение 6 лет. Более длительное его использование ведет к излишнему накоплению инфекции, повышению токсичности почвы и обеднению её питательными веществами, в силу чего растения сильно угнетаются и гибнут.

Весной проводится посев коллекционного и селекционного питомников в 3—4-кратной повторности с размещением стандарта через 10 делянок и сильно восприимчивых сортов-индикаторов.

В б. Новозыбковском филиале ВИУА (Россия) искусственный фузариозный фон для люпина создавали следующим способом. Почву инфицировали путем ежегодного внесения чистой культуры фузариоза (100 г/м²) и измельченной массы растений, пораженных корневой гнилью и трахеомикозным увяданием (5 кг/м²). В результате был создан достаточно жесткий инфекционный фон, на котором было идентифицировано 12 видов Fusarium. В Украинском институте земледелия фузариозный инфекционный фон для люпина в поле был создан путем внесения в почву высоковирулентных штаммов F.oxysporum var. arthoceras (App.et Wr.) Bilai, выделенных в зоне люпиносеяния.

Фузариозный фон сои. Подкина и Котляров разработали оригинальную методику создания фузариозного инфекционного фона для оценки селекционного материала сои, которая оказалась в 1,3—1,5 раза эффективнее общепринятых трудоёмких способов локального внесения инокулюма с семенами при посеве в рядки и лунки или диффузного внесения в почву инфекционного материала. На первом этапе выделили возбудителей болезни из растений сои, выращенных в основных зонах Краснодарского края (Россия). Патогенные изоляты всех видов Fusarium, размноженные на стерильных семенах подсолнечника, высушивали при комнатной температуре, измельчали на мельнице „Пируэт“ в течение 1 мин. и смешивали виды Fusarium в соотношении, установ-ленном в зависимости от частоты их встречаемости на посевах сои — 5 частей F. oxysporum : 3 — F. moniliforme: 2 — F. solani: 1 — F. gibbosum.

Полученный биопрепарат из расчета 10 г на 100 г семян, смоченных 15% гуммиарабиком или 5% ПВС (поливиниловый спирт), или 2% АКМЦ (натриевая соль карбоксилметилцеллюлозы). Эти вещества не оказывают токсического действия на семена, не угнетают развитие патогена, легко растворяются в воде, формируют на поверхности семени прочную плёнку, имеют высокую клеющую способность и хорошо удерживают инокулюм. После обработки семена просушивали (в таком виде они могут храниться в течение месяца) и затем высевали в поле.

При оценке сортов и линий сои на устойчивость к фузариозу в условиях Молдовы для размножения чистых культур и внесения в почву при посеве в поле использовали 20—30 наиболее эффективных изолятов, сочетающих способность к биосинтезу фузариевой кислоты и высокую активность гидролитических ферментов — протеаз и липаз. Ежегодная реизоляция позволяла судить о правильности отбора ти-пичных культур. Кроме того, дополнительно выделяли и вводили в фон изоляты, которые преодолевали устойчивость резистентных генотипов, для включения новых вариантов вирулентности, возникающих в популяциях. Это обеспечивало поражение восприимчивых сортов и линий сои на 80—100%, а устойчивых — на 10—20%.

Полевые методы оценки на устойчивость к аскохитозу и другим болезням. В INRA (Франция) разработан новый (простой метод (ПМ)) оценки устойчивости гороха к тёмнопятнистому аскохитозу (М. pinodes), применяемый в селекционных питомниках. Ранее (Tivoli, 1994) был разработан детальный метод, включающий оценку устойчивости каждого узла на стебле и прилистника по шкале 0—5 баллов. Этот детальный метод даёт точную оценку устойчивости генотипа гороха к тёмнопятнистому аскохитозу (ТПА), но требует много времени и разрушения растения и непригоден для селекционного питомника, где число генотипов очень велико, а устойчивый материал должен быть сохранён.

При применении ПМ были использованы два способа посева: микроделяночный (2×2 м) — обычный тип в селекционном питомнике и проволочный (wire), при котором элиминировалось взаимодействие между проявлением болезни и полеганием. Делянки инокулировали зерном ячменя, инфицированным смесью штаммов гриба. Оценивали, во-первых, визуально пропорцию пораженной части растения и, во-вторых, среднюю величину поражения каждого органа, включая стебель и прилистники по той же 5-балльной шкале. Оценку проводили в 3 срока в 1995—96 гг. и в один срок в 1997 на 10 растениях каждого генотипа. Измеряли также высоту поражения стеблей и прилистников.

Таким образом, оценка ПМ заражения стебля представляет оптимальную среднюю для всей пораженной части растения, а оценка заражения прилистников отражает степень поражения средней части растения, т.к. нижние прилистники трудны для оценки из-за старения в фазе цветения и налива семян. Knoppe & Hoppe в 1993—94 гг. изучали устойчивость разных генотипов гороха к двум болезням, вызываемым M. pinodes и Phoma medicaginis var. pinodella (syn. A. pinodella). Споры изолятов обоих патогенов использовали для инокуляции семян и побегов (изолят M. р. — Mp1 изолят Ph. m. — R15). Семена погружали в суспензию спор (10 6 спор/мл), затем высушивали при 30°С в течение 4 часов и сразу высевали в поле. 10 недель спустя после посева растения опрыскивали такой же суспензией спор, дополненной 0,01% глюкозой и 0,01% экстрактом дрожжей для стимуляции прорастания спор.

Полевые опыты проводили в двух местах рендомизированными блоками в 3—4 повторностях. Поражение каждой болезнью оценивали на 25 растениях каждой делянки, ранжируя от 0 (нет поражения) до 9 (полная гибель). Поражение листьев, стеблей и бобов оценивали независимо, а на эпикотилях измеряли длину повреждений.

У нута эпифитотия аскохитоза была создана путем разброса инфицированных дробленых семян вирулентным в регионе патотипом внутри делянки. Ряды восприимчивой линии были высеяны после каждых 4 рядов и вдоль границы поля для увеличения распространения и выравненности инфекции. Устойчивость каждой линии нута оценивалась по 9-балльной шкале.

Инфекционный фон для заражения гороха вирусом обыкновенной мозаики гороха (PCMV), а люпина, кормовых бобов и яровой вики вирусом желтой мозаики фасоли (BYMV) создавали путем их посева в изоляции от других посевов зерновых бобовых культур и инфицирования в фазе 2—3 листьев вирусами методом механической инокуляции. Культуру вирусов в чистом виде получали путем пассажей изолятов, отобранных в поле, на растения-дифференциаторы в условиях теплицы. Инокулюм готовили непосредственно перед заражением из листьев растений-накопителей, которые растирали в охлаждённом 0,1м фосфатном буфере при рН=7,0 (1:10) с добавлением активированного угля. Инокуляцию проводили вечером после захода солнца. Количество зараженных растений и интенсивность поражения по 5-балльной шкале отмечали через 14 и 21 день после инокуляции. В случае сомнительных результатов проводили индикаторный и серологический анализ.

Введение

Одним из опасных заболеваний риса во всем мире, в том числе и в Казахстане, является пирикуляриоз, вызываемый несовершенным грибом Pyricularia oryzae Br. et Cav. (синоним Magnaporthe grisea (Hebert) Barr) 1. Впервые оно было описано в Японии в 1704 г., а его возбудитель – в 1896 г. Сейчас пирикуляриоз известен во всех районах возделывания риса [1]. Патоген поражает все надземные органы растения, что приводит к потере урожая на 30-60%, а в годы эпифитотий – на 80-100% 2.

Успешная инокуляция может быть осуществлена при наличии ряда благоприятных условий [9]:

оптимальная температура для прорастания спор, конидии или развития мицелия гриба;
высокая влажность на поверхности листьев для прорастания спор;
качество и интенсивность освещения;
растения должны быть в достаточно восприимчивой физиологической стадии развития;
инокулюм должен быть наиболее эффективно распределен на растении.

Материалы и методы

метод опрыскивания [2, 10, 11];
смазывания листьев суспензией гриба [12];
инокуляция отрезки листьев каплями суспензией гриба [13];
инокуляция отрезки листьев фильтровальной бумагой пропитанной суспензией гриба [14].

Количество спор в суспензии (на 1 см2 площади колонии) определяли с помощью камеры Горяева по формуле:

Результаты и их обсуждение

Таблица 1 – Основные параметры методов заражения риса возбудителем P. Oryzae

Москва, 2008г. - 68 с.
Введение
Создание инфекционных фонов для иммуногенетических исследований и испытаний
Ржавчина
Обоснование состава инокулюма для создания региональных инфекционных фонов
Размножение уредоспор ржавчинных грибов
Выращивание и заражение пшеницы
Сбор и консервация уредоспор
Определение прорастаемости уредоспор
Создание инфекционных фонов ржавчинных болезней
Оценка устойчивости растений к ржавчине
Фитопатологические оценки устойчивости к ржавчине селекционного материала в условиях искусственного климата
Септориоз
Обоснование состава инокулюма для создания региональных инфекционных фонов
Сбор образцов пораженных растений
Определение видовой принадлежности гриба
Выделение в чистую культуру изолятов Septria
Дифференциация изолятов Septoria/Stagonospora по культурально-морфологическим признакам
Оценка вирулентности изолятов Septoria
1. Сорта-дифференциаторы
2. Получение инокулюма изолятов для заражения дифференциаторов
3. Заражение растений
4. Определение группы патогенности изолятов Septoria
Подбор штаммов для испытания сортов и селекционного материала на устойчивость к септориозу
Получение биоматериала возбудителей септориоза для создания искусственного инфекционного фона
Определение жизнеспособности спор
Определение концентрации спор (титра) в биоматериале
Создание искусственных инфекционных фонов
Оценка устойчивости к септориозу селекционного материала в полевых условиях
Мучнистая роса
Обоснование состава инокулюма для создания региональных инфекционных фонов
Накопление инфекционного начала
Создание искусственного инфекционного фона
Методы полевой оценки
Методы работы в условиях искусственного климата

Бабчук И.В. Методические рекомендации по составлению прогноза развития и учёту вредителей и болезней сельскохозяйственных растений

формат djvu
размер 10.47 МБ
добавлен 02 января 2012 г.

К.: Наукова думка, 1981. - 237 с. Настоящие методические рекомендации по прогнозу развития и учету вредителей и болезней сельскохозяйственных растений составлены специалистами Министерства сельского хозяйства УССР (Бабчук И. В., Григоренко В. Г., Коваль М. К-, Рубец Л. Н.), Украинского научно-исследовательского института защиты растений (Хухрий О. В., Чабан В. С, Григорович И. В., Омелюта В. П.) на основании существующих разрозненных методически.

Дурынина Е.П., Великанов Л.Л. Почвенные фитопатогенные грибы

формат djvu
размер 2.73 МБ
добавлен 04 мая 2011 г.

М.: Изд-во Моск. ун-та, 1984. - 107 с. В учебном пособии рассмотрены основные сведения о биологии и экологии фитопатогенных грибов, обитающих в почвах, и о вызываемых ими поражениях растений. Большое внимание уделено разнообразию биотических связей этих грибов в экосистемах и причинам возникновения у них паразитизма. Описаны неинфекционные поражения корневой системы растений, возникающие в результате жизнедеятельности почвенных микроорганизмов.

Курсовая работа - Современное представление об интегрированной защите растений

формат pdf
размер 630.58 КБ
добавлен 08 октября 2010 г.

Содержание. введение. Содержание и схема функционирования интегрированной системы защиты. растений. История возникновения, определение и содержание интегрированной защиты растений. Агроэкосистема как основной объект интегрированной защиты растений. Основные элементы интегрированной защиты растений. Методы снижения среднего уровня численности вредных объектов с помощью. экологических механизмов агросистемы. Использование устойчивых сортов. Изменен.

Макарова Л.А. Назина Н.А. Методические указания по прогнозу фаз динамики популяций озимой совки и планированию объемов защитных мероприятий, сигнализации сроков их приминению

формат djvu
размер 3.49 МБ
добавлен 31 декабря 2011 г.

Ленинград: ВМЗР, 1990. - 41 с. Методика предназначена для специалистов службы защиты растений. Она составлена на основании обобщения летературных материалов, предшествующих методических указаний и специально проведенных исследований авторов по выявлению закономерностей распространения и размножения озимой совки в зоне одного и двух поколений на европейской территории Союза. В ней впервые дана система прогноза фаз днинамики популяций вредителя, о.

Презентация - Автор неизвестен. Хвороби та шкідники сої

формат pdf
размер 3.22 МБ
добавлен 27 июня 2011 г.

Презентация с фотографиями основных вредителей и симптомов проявления инфекционных и неинфекционных болезней сои.

Пригге Г., Герхард М., Хабермайер - Грибные болезни зерновых культур

формат pdf
размер 4.83 МБ
добавлен 09 ноября 2011 г.

Под ред. Ю.М. Стройкова - Лимбургерхоф, Ландвиртшафтсферлаг Мюнстер-Хилтруп и БАСФ АГ, 2004, 192 стр. Введение Гриб как конкурент в получении питательных веществ Грибные заболевания пшеницы Грибные заболевания ячменя (неспецифические симптомы, вирусные болезни) Грибные заболевания ржи Грибные заболевания тритикале Грибные заболевания овса Кладоспориум и вторичные грибы, развивающиеся на ослабленных зерновых Болезни минерального голодания зернов.

Роглер Хельмут. Заболевания пшеницы. Поражения и биология

формат pdf
размер 670.08 КБ
добавлен 25 мая 2011 г.

Санин С.С. Защита пшеницы от бурой ржавчины

формат pdf
размер 783.29 КБ
добавлен 24 ноября 2011 г.

Москва, 2007. - 25 с. Предисловие Общие ведения о возбудителе болезни Фитосанитарные и агроэкологические наблюдения Наблюдения за состоянием растений Наблюдения за развитием болезни в течение вегетации растения-хозяина Наблюдения за условиями развития болезни Защита пшеницы от бурой ржавчины в период вегетации растений Концепция управления защитой от ржавчины Консультативная система принятия решений о проведении защитных опрыски- ваний посевов пш.

Санин С.С., Неклеса Н.П., Стрижекозин Н.П. Защита пшеницы от мучнистой росы

формат pdf
размер 1.97 МБ
добавлен 26 ноября 2011 г.

Приложение к журналу Защита и карантин растений, 2008, №1, 62-71 с. Предисловие Общие следования о возбудителе болезни Факторы, влияющие на развитие болезни Фитосанитарные наблюдения Наблюдения за состоянием растений Наблюдения за развитием болезни в течение вегетации растения-хозяина Препараты, применяемые для защиты от мучнистой росы Консультативная система принятия правильных решений

Станчева Й. Атлас болезней сельскохозяйственных культур. Том 3. Болезни полевых культур

формат djvu
размер 7.11 МБ
добавлен 02 декабря 2009 г.

2003 г. В книге описаны болезни пшеницы, ячменя, ржи, овса, риса, кукурузы, зернового, сахарного и веничного сарго, гречихи, фуражных злаковых трав, фасоли, сои, гороха, чечевицы, нута, кормовых бобов, вики, люпина, люцерны, клевера, эспарцета.

Были изучены варианты:

посев летом при температуре почвы 18—20°С, т. е. оптимальный для развития возбудителя болезни;
выращивание сортов гороха в монокультуре;
внесение патогена с семенами гороха при посеве;
внесение культуры возбудителя болезни в почву перед посевом.

Контролем служил сорт, посеянный в оптимальный срок по принятой в регионе технологии возделывания.

Читайте также: