Питательная среда для обнаружения бактерий группы кишечной палочки сухая

Обновлено: 28.03.2024

Универсальные среды с 1905 года широко применяют в лабораторной практике для выделения энтеробактерий: Мак-Конки агар, эозин-метиленовый синий агар (Левина). Они обеспечивают также рост многих видов грамотрицательных бактерий других семейств и некоторых грамположительных бактерий (энтерококков).

Для выделения патогенных энтеробактерий (сальмонелл, шигелл, иерсиний, энтеропатогенных эшерихий) используется большой арсенал селективно-дифференциальных сред: сальмонелла-шигелла агар, гектоен-энтерик агар, дезоксихолат-цитратный агар, дезоксихолат-цитрат-лактоза-сульфит агар, ксилоза-лизин-дезоксихолат агар, бактоагар Плоскирева, висмут-сульфит агар, ЦИН-агар и др. Указанные среды не обеспечивают прямой идентификации бактерий, в связи с чем необходимо выделение их в чистой культуре и последующая идентификация широким набором тестов, что длительно и трудоемко.

Хромогенные среды

В целях ускорения исследования, значительного сокращения объема работы и материальных средств в последние годы разработана группа хромогенных питательных сред для одноэтапного выделения и прямой идентификации значимых в медицине ("проблемных") энтеробактерий. К проблемным энтеробактериям относятся сальмонеллы и другие возбудители острых диарейных инфекций, возбудители раневых и госпитальных инфекций (Esherihia coli, Klebsiella pneumoniae subsp. pneumoniae, Proteus mirabilis). Эти же энтеробактерии важны для санитарной микробиологии.

Хромогенные среды основаны на выявлении специфических или уникальных ферментов микроорганизмов. Для обнаружения специфического фермента в состав среды включают хромогенные субстраты вещества, при расщеплении которых образуются окрашенные или флюоресцирующие продукты (светятся в УФ свете). В результате хромогенная среда контрастно изменяет свой цвет или флюоресцирует при обнаружении искомого микроорганизма. Большинство хромогенных сред содержат также селективные добавки, подавляющие рост нежелательных бактерий. При использовании хромогенных сред искомые бактерии ускоренно (в течение суток), одноэтапно выделяются и одновременно идентифицируются без проведения дальнейших, дополнительных тестов (или при помощи 1 - 2 тестов, выполняемых в течение нескольких часов в пределах первых суток).

По таксономическому уровню различают хромогенные среды групповой, родовой, видовой и внутривидовой идентификации. По завершенности исследования среды одноэтапной прямой идентификации подразделяют на среды первичной и окончательной идентификации.

Для прямой групповой идентификации колиформных бактерий и видовой идентификации E.coli в клиническом материале, воде, пищевых продуктах производятся среды Chromacult Coliform Agar (фирмы Mercк KGaA, Германия). Комбинацией двух хромогенных субстратов одновременно определяются колиформные бактерии и E.coli. Фермент β-галактозидаза, характерный для колиформных бактерий, расщепляет хромогенный субстрат SalmonGal, что приводит к окрашиванию колоний колиформных бактерий в розовый (красный) цвет. Фермент β-глюкуронидаза, характерный для E.coli, расщепляет хромогенный субстрат Х-глюкуронид. E.coli имеет оба фермента, поэтому их колонии окрашиваются в темно-синий (фиолетовый) цвет и четко отличаются от колоний колиформных бактерий. Рост грамположительных бактерий подавляется тергитолом-7. Для подтверждения E.coli необходима постановка теста на индол на чашке или микрообъемным методом. Однако среда не обладает полной специфичностью (около 5 % E.coli, в том числе E.coli 0157:Н7, не обладают β-галактозидазой, а некоторые штаммы шигелл, сальмонелл, иерсиний ее имеют).

Для прямой идентификации колиформных бактерий и E.coli в жидкой среде предназначена среда Fluorocult LMX (фирмы Mercк KGaA, Германия). Колиформные бактерии выявляются по расщеплению хромогенного субстрата X-Gal специфическим ферментом β-галактозидазой, в результате чего исходный цвет среды в пробирке меняется от светло-желтого до сине-зеленого. E.coli выявляются по расщеплению флюорогеннго субстрата MUG ферментом β-глюкуронидазой, в результате чего образуется флюоресцирующий в УФ-свете (366 нм) продукт реакции. Постановка теста на индол реактивом Ковача в той же пробирке надежно выявляет E.coli. Все исследование завершается в течение 18 - 20 ч после посева материала.

К хромогенным средам внутривидовой идентификации относятся питательные среды для выделения и идентификации энтерогеморрагической E.coli 0157:H7 Fluorocult HC Agar acc. tо SZABO и CT-Sorbitol MacConkey Agar (CT-SMAK Agar), производимые фирмой Merck (Германия). Среды предназначены для выделения этих бактерий из пищевых продуктов и клинического материала. В состав среды Fluorocult HC Agar acc. to SZABO входит сорбит с индикатором бромкрезоловый пурпурный и хромогенный субстрат 4-метилумбеллиферил-β-глюкуронид, который расщепляется β-глюкуронидазой с образованием флюоресцирующего 4-метилумбеллиферона. Грамположительная микрофлора подавляется солями желчных кислот. В отличие от остальных кишечных палочек E.coli 0157:H7 не ферментирует сорбит и не имеет β-глюкуронидазы. После инкубации посевов в течение 16 - 24 ч при температуре 41 °С учет проводят двухэтапно: вначале отмечают сорбит-отрицательные колонии (неокрашенные), затем облучают колонии ультрафиолетовым светом и отмечают нефлюоресцирующие колонии. Отобранные колонии (неокрашенные, нефлюоресцирующие) дополнительно тестируют агглютинирующими сыворотками к E.coli 0157:H7 или экспрессным иммунохроматографическим тестом Singlepath E.coli 0157 (Merck, Германия) в течение 20 минут. Питательная среда CT-SMAC Agar состоит из среды Мак-Конки, в которую добавляют сорбит и суплемент СТ (цефиксим и теллурит калия). После инкубации посевов в течение 16 - 24 ч при температуре 35 - 37 °С отмечают неокрашенные (сорбит-негативные) колонии и дополнительно тестируют их сыворотками к E.coli 0157:H7 или используют экспрессный иммунохроматографиченский тест Singlepath E.coli 0157 (Merck, Германия).

Для выделения и прямой родовой идентификации сальмонелл производится хромогенная среда Rambach Agar (Merck KGaA, Германия). В состав среды входит специфический для сальмонелл субстрат пропиленгликоль. Он ферментируется сальмонеллами до кислоты, действие которой на смесь рН-индикаторов окрашивает колонии сальмонелл в красный цвет. Колиформные бактерии образуют сине-зеленые колонии, шигеллы и протеи бесцветные, слегка желтоватые колонии. Дезоксихолат натрия ингибирует "роение" протея и грамположительную микрофлору. Исследуемый материал предварительно проходит этап подращивания на селективной среде обогащения для сальмонелл, затем высевается на ¼ чашки с Rambach-агаром. Учет результатов проводят через 24 ч инкубации при температуре 37 °С. Среда окончательно идентифицирует сальмонеллы с 99 % специфичности и 97 - 99 % чувствительности. Для ускоренного селективного выделения и обогащения сальмонелл из пищевых продуктов и объектов окружающей среды фирма Merck производит среды: DIASALM agar Salmonella, MSRV Agar Salmonella, Salmosyst Salmonella. После подращивания на этих средах идентификация сальмонелл проводится на среде RambachAgar.

Для выделения и прямой идентификации бактерий рода Salmonella в клиническом материале и пищевых продуктах фирма BioMerieux (Франция) производит хромогенную среду "SM-ID". Среда основана на комбинированном действии двух хромогенных субстратов (на β-глюкуронидазу и β-галактозидазу) в сочетании с индикатором нейтральным красным. Селективные факторы соли желчных кислот и бриллиантовый зеленый. Через 16 - 24 ч инкубации посевов колонии сальмонелл идентифицируются по розовой окраске (колонии прочих бактерий бесцветные, голубые или пурпуные). Идентификация недостаточно специфична: не определяются сальмонеллы подвида arizonae, сероваров gallinarum и pullorum; ложноположительными могут быть колонии некоторых штаммов эшерихий, шигелл, морганелл, иерсиний.

Для выделения и прямой идентификации сальмонелл в клиническом материале и пищевых продуктах фирма Merck (Германия) производит среду XLT4 Agar (ксилоза-лизин-тергитол-4 агар). Среда разработана Miller R.G., Tate C.R. в 1990 г. Селективным фактором среды является тергитол-4 (тетрадецилсульфат натрия), который добавляется на 1 л среды в количестве 4,6 мл 26 - 28 % раствора. В состав среды входят лизин, ксилоза, лактоза, сахароза, феноловый красный и другие компоненты. Индикация сальмонелл проводится по черной окраске колоний, обусловленной продукцией сероводорода, который образуется только в благоприятных щелочных условиях при ферментации лизина и отсутствии или малой интенсивности ферментации ксилозы, лактозы, сахарозы. Через 24 - 48 ч инкубации посевов при температуре 35 - 37 °С колонии микроорганизмов имеют следующий вид: сальмонелл - черные или красно-фиолетовые с черным центром; Citrobaсter freundii - желтые; протея - желтые, рост его угнетен; кишечной палочки - желтые; шигелл - бесцветные на красном фоне среды. Важно, что черную окраску колоний могут иметь бактерии Edwardsiella tarda, но они встречаются редко и легко отличимы дополнительным микрообъемным тестом на продукцию индола (3 ч).

К средам групповой идентификации относится питательная среда для выделения бактерий родов протеус, провиденция, морганелла, которая производится НПО "Питательные среды" (г. Махачкала). Среда разработана А.Ф.Мороз, Л.Д.Газимуратовой, Г.Е.Афиногеновым в 1978 г. Принцип ее действия состоит в использовании узкоселективного действия поверхностноактивного вещества амфотерного класса "амфолана" (хлоргидрат алкилэтилглицина) в концентрации 0,125 %, допускающего рост только бактерий групп: протеус, провиденция, морганелла. С использованием среды выделяются указанные бактерии одноэтапно через 24 ч. По нашей информации среда обладает неполной специфичностью (допускается рост отдельных штаммов клебсиелл и серраций) и угнетает рост 10 - 15 % штаммов Proteus mirabilis и Providencia. Поэтому необходимо дополнительное изучение колоний микрообъемным тестом на триптофандезаминазу в течение 3 ч.

Питательная среда для обнаружения бактерий группы кишечной палочки, сухая.

Среда Кесслера-ГРМ Оболенск

НАЗНАЧЕНИЕ

Среда Кесслера-ГРМ Оболенск предназначена для обнаружения бактерий группы кишечной палочки при санитарном обследовании объектов внешней среды.

Среда Кесслера-ГРМ Оболенск представляет собой мелкодисперсный, гигроскопичный, светочувствительный порошок серовато-желтого цвета.

Выпускается в полиэтиленовых банках по 250 г.

2.1. ПРИНЦИП ДЕЙСТВИЯ

Совокупность компонентов, входящих в состав набора, обеспечивает питательные потребности для роста бактерий группы кишечной палочки и ингибиции отдельных видов микроорганизмов.

2.2. СОСТАВ набора

Среда Кесслера-ГРМ Оболенск представляет собой смесь сухих компонентов из расчета, г/л:

Пептон сухой ферментативный ………………………………………………. 3,0
Панкреатический гидролизат рыбной муки (ПГРМ)………………………… 7,0
a-Д-лактоза, 1-водная, ………………………………………………………………… 10,0
Желчь очищенная сухая ………………………………………………………………… 3,0
Кристаллический фиолетовый ……………………………………………………….. 0,04
Натрий углекислый………………………………………………………………………… 0,01-0,25

  1. АНАЛИТИЧЕСКИЕ И ДИАГНОСТИЧЕСКИЕ ХАРАКТЕРИСТИКИ

Среда Кесслера-ГРМ Оболенск должна обеспечивать во всех засеянных пробирках визуально обнаруживаемый рост тест-штаммов Escherichia coli 675, Klebsiella pneumoniae 418, Citrobacter freundii 101/57 в виде диффузного помутнения среды и газообразования, тест-штамма Enterobacter aerogenes 10006 — в виде диффузного помутнения среды и слабого газообразования, тест-штамма Pseudomonas aeruginosa 27/99 в виде слабого помутнения среды без газообразования через 22-24 ч инкубации при температуре (37±1) °С, а также тест-штамма E. coli 675 в виде диффузного помутнения среды и газообразования через 22-24 ч инкубации при температуре (43±1) °С при посеве по 0,5 мл микробной взвеси каждого тест-штамма из разведения 10 -6 :

Среда Кесслера-ГРМ Оболенск должна полностью подавлять во всех засеянных пробирках рост тест-штамма Proteus vulgaris HX 19 222 при посеве по 0,5 мл микробной взвеси из разведения 10 -4 и тест-штамма Staphylococcus aureus Wood-46 при посеве по 0,5 мл микробной взвеси из разведения 10 -1 через 44-48 ч инкубации при температуре (37±1) °С.

МЕРЫ ПРЕДОСТОРОЖНОСТИ

  1. ОБОРУДОВАНИЕ И МАТЕРИАЛЫ
  • Термостат обеспечивающий температуру 37±1 °С
  • Весы лабораторные 2 класса точности
  • Автоклав
  • Пробирки стеклянные
  • Пипетки стеклянные позволяющие отбирать объемы жидкости 1 и 2 мл
  • Цилиндр стеклянный мерный вместимостью 1000 мл
  • Чашки Петри стерильные
  • Вода дистиллированная
  • Колбы
  • Воронки стеклянные

Объекты исследований в санитарной микробиологии, научные исследования.

Исследования образцов проводятся по соответствующим Методическим указаниям и ГОСТам.

7.1. ПОДГОТОВКА К АНАЛИЗУ

23,0 г препарата размешивают в 1 л дистиллированной воды. Кипятят 2-3 мин, фильтруют через бумажный фильтр, разливают по 5 мл в стерильные пробирки с поплавками и стерилизуют автоклавированием при температуре 112 °С в течение 20 мин.

Готовая среда имеет фиолетовый цвет. Стерильную среду можно использовать в течение 4-х недель при условии ее хранения при температуре 2-8C, в темном месте.

Диффузное помутнение питательной среды и газообразование в результате роста бактерий группы кишечной палочки, выделенных из исследуемых образцов, регистрируют визуально.

Для получения достоверных результатов посевы образцов производить не менее, чем в трех повторностях.

УСЛОВИЯ ХРАНЕНИЯ И ЭКСПЛУАТАЦИИ НАБОРА

Среда Кесслера-ГРМ Оболенск необходимо хранить в герметично закрытой упаковке в сухом защищенном от света месте при температуре от 2 до 30 С.

Срок годности – 2 года.

Для получения надежных результатов необходимо строгое соблюдение настоящей инструкции по применению.

Питательная среда для санитарно-бактериологических исследований воды, пищевых продуктов сухая (среда Кесслера) представляет собой мелкодисперсный порошок желтого цвета, гигроскопичный, светочувствительный.

Пептон сухой ферментативный для бактериологических целей 5,0

Питательный бульон сухой 3,5

Желчь крупного рогатого скота очищенная сухая 4,5

Кристаллический фиолетовый 0,015

Натрий углекислый 0,3±0,15

НАЗНАЧЕНИЕ

СПОСОБ ПРИМЕНЕНИЯ

1.Оборудование и материалы, необходимые для анализа.

  • Термостат, обеспечивающий температуру (37±1)ºС и (43±1)ºС;
  • Автоклав;
  • Пробирки стеклянные;
  • Вода дистиллированная;
  • Петля бактериологическая;
  • Спиртовка;
  • Пипетки;
  • 0,9% раствор натрия хлорида;
  • Вата медицинская гигроскопическая;
  • Марля медицинская.
  1. Подготовка питательной среды для использования.

Сухую питательную среду в количестве 23,3 г тщательно размешивают в 1 л дистиллированной воды, кипятят в течение 2-3 мин, фильтруют через ватно-марлевый фильтр, разливают в стерильные пробирки с поплавками или стерильными ватными рыхлыми тампончиками по 5 мл. Среду наливают по стенке пробирки, чтобы вата не всплывала. Питательную среду не стерилизовать!

Готовая к использованию среда должна быть прозрачной или с небольшой опалесценцией, фиолетового цвета.

Готовую среду можно использовать в течение 15 сут., при условии хранения ее при температуре 2-8ºС в защищенном от света месте.

Если иное не указано в нормативных документах по анализу конкретного пищевого продукта, по 1 мл соответствующего разведения пищевого продукта засевают в пробирки с питательной средой. Пробирки помещают в термостат. Посевы инкубируют при (37±1)ºС и (или) (43±1)ºС в течение 20-48 часов.

УЧЕТ РЕЗУЛЬТАТОВ

Регистрацию и учет результатов производят визуально.

Рост бактерий группы кишечной палочки, ферментирующих лактозу, сопровождается газообразованием, о степени которого судят по подъему ватного тампончика.

Рост бактерий, не ферментирующих лактозу, вызывает слабое помутнение среды без газообразования.

Среда ингибирует рост стафилококка и протея.

ФОРМА ВЫПУСКА

Питательная среда для санитарно-бактериологических исследований воды, пищевых продуктов сухая (Среда Кесслера) выпускается в полиэтиленовых банках по 100, 200, 250 г.

УСЛОВИЯ ХРАНЕНИЯ И ТРАНСПОРТИРОВАНИЯ

Срок годности – 2 года. Питательная среда с истекшим сроком годности использованию не подлежит.

Адрес производства: Россия, 367025, Республика Дагестан, г. Махачкала, 367010

При определении чувствительности микроорганизмов к АБП любым методом необходимо выполнять процедуры внутреннего контроля качества исследования.

Достоверность результатов исследования чувствительности микроорганизмов к АБП зависит от следующих основных параметров:

  • состава питательной среды;
  • соответствия реальной активности используемых антибиотиков (или их содержания в дисках) паспортным характеристикам (активности);
  • соблюдения стандартности выполнения всех лабораторных процедур.

Контроль чистоты роста культуры

Образец инокулюма, использованного для оценки чувствительности необходимо засеять на чашку с неселективной питательной средой и инкубировать в течение ночи. При выявлении на неселективной среде смешанной культуры результаты оценки антибиотикочувствительности не учитывают, исследование необходимо повторить.

Контроль качества питательных сред

Контроль роста

Каждая партия плотных питательных сред для определения чувствительности должна проверяться на пригодность для роста тестируемых микроорганизмов. Для этого используются соответствующие контрольные штаммы E.coli ATCC 25922, P.aeruginosa ATCC 27853, S.aureus ATCC 25923, E.faecalis ATCC 29212, S.pneumoniae ATCC 49619, H.influenzae ATCC 49247 или ATCC 10211, N.gonorrhoeae ATCC 49226. Из суточных культур указанных микроорганизмов готовят микробную взвесь, соответствующую по плотности 0,5 по стандарту МакФарланда (содержащую приблизительно 1,5 х 10 8 КОЕ/мл). Из полученной микробной взвеси готовят серию последовательных разведений 1:10. Затем на приготовленные чашки с соответствующим агаром высевают по 0,1 мл взвеси -5, -6, -7 разведений, содержащих соответственно 1 х 10 3 , 1 х 10 2 , 1 х 10 1 КОЕ/мл. При хороших питательных свойствах среды должен отмечаться рост микроорганизмов из -6, -7 разведений.

Для контроля роста при определении чувствительности методами разведений (в агаре, в жидкой питательной среде) используют чашки с агаром, пробирки с бульоном или специально выделенные лунки микротитровального планшета, в которые не внесен АБП.

Контроль стерильности

Для контроля стерильности проводят инкубацию при 35 °С в течение 24 или более часов репрезентативного количества чашек с агаром из каждой партии при определении чувствительности ДДМ, чашек с агаром или пробирок с бульоном, не содержащих антибиотиков, при тестировании методом разведений в агаре или макроразведений в бульоне, соответственно. При определении чувствительности методом микроразведений контроль стерильности производится по специально выделенным для этой цели лункам микротитровального планшета, в которые не вносят растворы антибиотиков и микробную взвесь.

Проверка рН агара

В условиях рутинной работы лаборатории допустимо не контролировать рН приготовленного агара, если результаты тестирования контрольных штаммов находятся в необходимых границах. При возникновении проблем с результатами тестирования контрольных штаммов, особенно к АБП, активность которых может существенно изменяться под влиянием рН питательной среды (например, аминогликозиды, макролиды, тетрациклины и др.), необходимо провести определение рН среды после автоклавирования, внесения всех необходимых добавок и охлаждения до комнатной температуры (25 °С). Для достоверного определения рН необходимо использовать рН-метр с поверхностно-активным электродом, другие методы определения рН (с помощью лакмусовой бумаги, обычного рН-метра) не должны использоваться, так как не обеспечивают получения достаточно точных результатов. Приемлемый диапазон рН для питательных сред для определения чувствительности 7,2 – 7,4. При рН среды, выходящей за указанные пределы, возможны существенные отклонения результатов определения чувствительности от должных значений.

Контроль катионного состава

Для получения воспроизводимых результатов определения чувствительности к АБП (особенно к аминогликозидам, фторхинолонам, карбапенемам, тетрациклинам и некоторым другим) питательная среда должна содержать строго стандартизированные концентрации двухвалентных катионов, прежде всего Са 2+ и Mg 2+ (Са 2+ = 20 - 25 мг/л и Mg 2+ = 10 - 12,5 мг/л). Применение метода атомной абсорбционной спектрофотометрии для непосредственной оценки концентрации двухвалентных катионов в среде в повседневной практике мало реально.

О содержании в среде двухвалентных катионов косвенно можно судить по результатам тестирования чувствительности контрольного штамма Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853 к аминогликозидам (диаметр зоны вокруг диска с гентамицином должен быть в пределах 16 - 21 мм, а МПК гентамицина – в пределах 0,5 - 2,0 мкг/мл).

Контроль содержания тимина и тимидина

При определении чувствительности к АБП из группы антагонистов фолиевой кислоты (антифолатов) – сульфаниламидов и триметоприма – критически важным показателем является содержание антагонистов действия этих препаратов – тимина и тимидина в питательной среде. Питательные среды для определения чувствительности к сульфаниламидам и триметоприму должны содержать минимальные концентрации тимидина. О пригодности питательной среды для определения чувствительности к антифолатам можно косвенно судить по результатам тестирования контрольного штамма Enterococcus faecalis ATCC 29212. Среда считается удовлетворительной по качеству при МПК триметоприма/сульфаметоксазола в отношении E.faecalis ATCC 29212 ‹ 0,5/9,5 мг/л и диаметре зоны подавления роста вокруг диска с этим АБП ≥ 20 мм.

Интегральный контроль качества определения чувствительности

Наиболее доступным интегральным методом оценки качества определения чувствительности является сопоставление результатов определения чувствительности (МПК или диаметров зон подавления роста) контрольных (референтных) штаммов микроорганизмов с соответствующими показателями, приведенными в их паспортной характеристике. Тестирование контрольных штаммов проводят в соответствии с описанными выше методами, параллельно тестированию клинических изолятов.

Контрольные (референтные) штаммы микроорганизмов

В качестве контрольных используют штаммы Американской Коллекции Типовых Культур (АТСС), отличающиеся генетической стабильностью и хорошо изученными фенотипическими характеристиками, в том числе и уровнем чувствительности к АБП. Если при исследовании чувствительности к АБП контрольных штаммов получены значения МПК или диаметров зон подавления роста, соответствующие паспортным характеристикам этих штаммов, то это свидетельствует о стандартности условий постановки эксперимента. Результаты определения чувствительности клинических изолятов, полученные в этих условиях, следует признать достоверными.

Выбор референтных штаммов для проведения контроля качества тестирования определяется видом исследуемого микроорганизма. При контроле качества определения чувствительности отдельных групп микроорганизмов необходимо использовать следующие контрольные штаммы:

  • Enterobacteriaceae - E.coli ATCC 25922 и P.aeruginosa ATCC 27853;
  • Pseudomonas spp., Acinetobacter spp. и другие неферментирующие бактерии (НФБ) - P.aeruginosa ATCC 27853;
  • Staphylococcus spp. - S.aureus ATCC 29213 - для методов серийных разведений и S.aureus АТСС 25923 - для ДДМ;
  • Enterococcus spp. - E.faecalis ATCC 29212 – для метода серийных разведений и скрининга на высокий уровень резистентности к аминогликозидам и S.aureus ATCC 25923 – для ДДМ;
  • S.pneumoniae и Streptococcus spp. – S.pneumoniae ATCC 49619;
  • Haemophilus spp. – H.influenzae ATCC 49247, H.influenzae ATCC 49766;
  • Neisseria gonorrhoeae – N.gonorrhoeae ATCC 49266.

При определении чувствительности к ингибиторозащищенным пенициллинам (ампициллину/сульбактаму, амоксициллину/клавуланату и др.) используют штамм E.coli ATCC 35218 для контроля активности ингибиторов β ˜ -лактамаз.

При детекции отдельных механизмов резистентности (БЛРС, метициллинрезистентности и др.) возникает необходимость использования контрольных штаммов, обладающих указанными механизмами.

Допустимые диапазоны значений МПК и диаметров зон подавления роста для основных контрольных штаммов представлены в таблицах.

Таблица 2.

Таблица 3.

Таблица 4.

Таблица 5.

Хранение контрольных штаммов

В условиях лаборатории штаммы должны храниться таким образом, чтобы возможность мутаций и контаминации культуры была минимальной. Для этого создается банк контрольных штаммов, предназначенный для длительного хранения, а для ежедневной рутинной работы используются регулярно субкультивируемые культуры.

Для длительного хранения штаммов существуют два основных способа. Первый состоит в приготовлении суспензии микроорганизмов в стабилизирующем растворе (50 % фетальной телячьей сыворотки в бульоне, 10 - 15 % глицерина в триптиказо-соевом бульоне, дефибринированная баранья или кроличья кровь). Наилучшую сохранность кульрут удается получить при хранении в замороженном состоянии при температуре - 70 °С и ниже в морозильной камере или в жидком азоте. Другой метод длительного хранения контрольных штаммов - в лиофилизированном виде.

Для непродолжительного хранения "рабочих" контрольных штаммов их выращивают в пробирке со скошенным агаром (триптиказо-соевым или другим аналогичным для "непривередливых" микроорганизмов, шоколадным для "привередливых" бактерий) и хранят в холодильнике при температуре 2 - 8 °С, субкультивируя еженедельно.

В случае, если "рабочие" контрольные штаммы были контаминированы или результаты определения чувствительности контрольного штамма не попадают в необходимые пределы, и это не может быть объяснено нарушениями методики определения чувствительности, "рабочий" штамм должен быть заменен на свежий из банка контрольных штаммов.

Перед использованием для контроля качества определения чувствительности хранившийся контрольный штамм должен быть дважды субкультивирован на подходящих питательных средах.

Частота проведения контроля качества

Оптимальным является проведение контроля качества определения чувствительности с использованием набора контрольных штаммов ежедневно, параллельно с тестированием клинических изолятов.

Однако на практике, при получении достаточно стабильных результатов контроля качества в течение хотя бы одного месяца частота контрольных исследований может быть сокращена до 1 - 2 раз в неделю. Контрольные исследования необходимо проводить при использовании новых партий реагентов, прежде всего, питательных сред.

В то же время, если при проведении подобного тестирования получаемые результаты окажутся за пределами указанных границ, необходимо вернуться к ежедневному контролю качества для выяснения причины получения неправильных результатов.

Читайте также: