Убивает ли ультрафиолетовая лампа яйца глистов

Обновлено: 24.04.2024

Острицы, аскариды, а также прочие паразитирующие в человеческом организме гельминты, а попросту глисты, могут приводить к достаточно серьезным негативным последствиям для здоровья, что требует немедленного принятия мер не только по лечению провоцируемых ими заболеваний, но и уничтожения имеющих место быть в организме паразитов. При этом оперативное лечение глистов с помощью медицинских препаратов – это важнейший, но не единственный инструмент борьбы с ними. Во избежание заражения находящихся в контакте с носителем паразитов людей также необходимо провести дезинфекцию помещений, которая выполняется различными методами, в том числе и ультрафиолетовым светом.

Воздействие ультрафиолета на яйца глистов

Наиболее распространенным способом заражения глистами является контактно-бытовой, то есть от одного человека к другому посредством прямого контакта или использования одной и той же посуды, полотенец и прочих предметов. Именно поэтому дезинфекция помещений, например, квартиры или комнат детского сада, позволяет предотвратить распространение заболевания в замкнутом коллективе посредством уничтожения находящихся на различных предметах помещения яиц паразитов.

Выполняется такая дезинфекция с помощью специального оборудования, среди которых теплогенераторы, а также бактерицидные ультрафиолетовые лампы. Установлено, что в ультрафиолетовых лучах яйца многих разновидностей глистов погибают в течение 30-40 минут. Для стерилизации помещений, как правило, переменяют бактерицидные лампы высокого давления с длинной волны ультрафиолетового излучения в 260 нанометров, проводя обеззараживание на протяжении одного-полутора часов. Улучшить эффект дезинфекции, в частности уничтожить яйца паразитов, находящиеся в недоступных для УФ лучей местах, позволяет парогенератор, формируемый которым горячий воздух также губителен для паразитов.

При всем этом наиболее действенным методом профилактики глистов всегда было и остается соблюдение правил личной гигиены, поскольку грязные руки, а также немытые продукты питания – это основные пути попадания яиц глистов в организм человека.

Для цитирования:
Липатов Е. И., Соснин Э. А., Авдеев С. М. Инактивация яиц гельминтов узкополосным ультрафиолетовым излучением эксиламп. // Российский паразитологический журнал. – М., 2016. – Т.35. – Вып. 1 . – С.
For citation:
Lipatov E. I., Sosnin E. A., Avdeev S. M. The inactivation of helminth eggs with the narrow-bandwidth radiation of excimer lamps. Russian Journal of Parasitology, 2016, V.35, Iss.1, pp.

ИНАКТИВАЦИЯ ЯИЦ ГЕЛЬМИНТОВ УЗКОПОЛОСНЫМ УЛЬТРАФИОЛЕТОВЫМ ИЗЛУЧЕНИЕМ ЭКСИЛАМП

Цель исследований – изучение влияния узкополосного ультрафиолетового излучения на яйца Opisthorchis felineus и Diphyllobothrium latum.

Материалы и методы. Яйца гельминтов обнаруживались методом мазка по Като. Обнаруженные яйца смывались дистиллированной водой в пластиковый контейнер и подвергались облучению ультрафиолетом. Инактивацию яиц определяли при микроскопии.

Результаты и обсуждение. Установлено, что обеззараживание воды от яиц гельминтов излучением на 222 нм на 40–70 % эффективнее, чем при облучении на 282 нм. При этом поверхностная доза облучения на 222 нм (до 5 мДж/см 2 ) была на порядок меньше, чем при облучении на 282 нм (до 100 мДж/см 2 ). При дозе облучения на поверхности воды до 100 мДж/см 2 УФ-излучением на 282 нм обнаружено уничтожение яиц O. felineus до 30 % от изначального числа. При дозе облучения на поверхности воды до 5 мДж/см 2 УФ-излучением на 222 нм обнаружено уничтожение яиц O. felineus до 85 % от изначального числа. При аналогичных поверхностных дозах облучения на 222 нм уничтожалось до 56 % яиц D. latum. Более коротковолновое излучение на 222 нм эффективнее разрушает оболочку яиц O. felineus за счет большей энергии фотонов. Меньшая эффективность инактивации яиц D. latum при облучении на 222 нм предположительно связана с особенностями строения оболочки яиц.

Ключевые слова: инактивация, гельминты, яйца, обеззараживание, ультрафиолет, ксилампа.

На территории Сибири широко распространены описторхоз (возбудитель Opisthorchis felineus) и дифиллоботриоз (возбудитель Diphyllobothrium latum). Возбудители этих болезней имеют трехстадийный жизненный цикл. Попадая в водоёмы, яйца этих гельминтов заражают пресноводных моллюсков или зоопланктон. Возбудителем второй стадии являются личинки – мирацидий и процеркоид, вторым носителем – пресноводные рыбы, которые в мышцах и внутренних органах содержат возбудителей третьей стадии – метацеркарии и плероцеркоиды. Конечным носителем является человек и хищные млекопитающие: кошки, собаки, лисицы, песцы, волки, а также свиньи.

Перспективна профилактика заражения первой и третьей стадий развития гельминтов, третьей – обеспечивается соответствующей обработкой рыбы, употребляемой в пищу человеком и животными, и соблюдением комплексных гигиенических мер. Необходимо предотвратить заражение водоемов яйцами гельминтов путем обеззараживания промышленных и бытовых стоков. Для дегельминтизации сточных вод в очистных сооружениях применяют отстойники, аэрацию и воздействие окислительными реагентами. Но при этом погибает не более 75 % яиц гельминтов [1], что приводит к возникновению устойчивых очагов гельминтозов.

Обеззараживание ультрафиолетовым (УФ) излучением может служить дополнительным процессом в комплексе мер по дегельминтизации сточных вод. Воздействие УФ-излучения на биологические объекты имеет различный характер в зависимости от длины волны излучения и поглощенной дозы. Излучение в спектральном диапазоне 320–400 нм (УФ-A) присутствует в солнечном свете, поэтому живые организмы имеют предусмотренную эволюцию защиту от такого излучения или используют его, например, в процессе фотосинтеза. Спектральный диапазон 290–320 нм, условно называемый УФ-B диапазоном, присутствует в солнечном свете весной и летом. Умеренные дозы УФ-B излучения оказывают стимулирующие действие на биологические объекты, вызывают пигментацию и синтез полезных веществ. Большие дозы УФ-B излучения действуют негативно на живые организмы, приводят к неконтролируемому делению клеток, повреждают ДНК. К УФ-C диапазону относят излучение в спектральной области 200–290 нм. На поверхности Земли на уровне моря в спектре солнечного света излучение УФ-С диапазона отсутствует в любое время года. Поэтому у живых организмов нет природной защиты от УФ-С излучения, и даже его малые дозы оказывают инактивирующее действие на их развитие и размножение.

Широко применяемые для дезинфекции и стерилизации ртутные лампы низкого давления (РЛНД) имеют линейчатый спектр (рис. 1), вызывающий инактивацию различных биосистем. Однако РЛНД содержат ртуть. При разбивании ртутной лампы, содержащей 80 мг металла, при условии его полного испарения, происходит загрязнение воздуха до уровня ПДК в помещении 300 000 м 3 [2]. Поэтому для применения в биологии, медицине и ветеринарии в странах ЕС было принято решение о постепенном выводе из хозяйственного оборота РЛНД.

Рис. 1. Спектры поглощения и излучения:

1 − общий спектр поглощения ДНК; 2 − спектр излучения KrCl-эксилампы барьерного разряда с максимумом на 222 нм; 3 − линия ртутной лампы на 253,7 нм; 4 − спектр излучения XeBr-эксилампы барьерного разряда с максимумом на 282 нм

Развитие новых источников УФ-излучения – эксиламп – вывело их из разряда опытных образцов на уровень промышленного производства [3, 4]. Эксилампы с рабочими молекулами KrBr, KrCl, XeBr и XeCl излучают на различных длинах волн, что позволяет проводить комбинированное воздействие в спектральном диапазоне 206–308 нм [5]. При этом доза, необходимая для инактивации типичных вирусов и бактерий, составляет от 5 до 20 мДж/см 2 .

По сравнению с РЛНД, по ряду позиций эксилампы имеют лучшие параметры, при этом не содержат ртуть, что создает им перспективу для использования в различных бактерицидных установках [5–7].

Целью данной работы было изучение влияния излучения KrCl- и XeBr-эксилампами со спектральными максимумами на 222 и 282 нм соответственно на яйца Opisthorchis felineus и Diphyllobothrium latum в воде с целью их инактивации.

Материалы и методы

Образцы для исследований были подготовлены в Лаборатории паразитологических исследований Центра гигиены и эпидемиологии Томской области. Объект изучения – яйца гельминтов, которые обнаруживали при исследовании образцов кала, поступающих в Лабораторию паразитологических исследований из медицинских учреждений г. Томска.

Образцы готовили методом толстого мазка по Като [8]. Для этого тонкий слой фекалий на предметном стекле покрывали гигроскопическим целлофаном, пропитанным контрастным раствором (смесь глицерина, водного раствора фенола 6 % и бриллиантовой зелени 3 %).

Готовый образец исследовали методом микроскопии (микроскоп медицинский МИКМЕД-6, снабженный фотокамерой). Число яиц подсчитывали визуально. На рисунке 2 приведены микрофотографии яиц Opisthorchis felineus, сделанные при проведении настоящих исследований с увеличением ×10. Количество яиц в образце – от 80 до 950 экз.

Рис. 2. Микрофотографии яиц Opisthorchis felineus (увеличение ´10)

Биологический материал, содержащий яйца гельминтов, смывали с предметного стекла дистиллированной водой в индивидуальный для каждого образца пластиковый контейнер. Объем воды в образце – 250–350 см 3 при толщине слоя 1–2 см.

Содержимое контейнера через открытую крышку облучали KrCl- или XeBr-эксилампами с поверхностной дозой излучения от 0,3 до 10 мДж/см 2 или от 4 до 100 мДж/см 2 , соответственно. Время облучения – от 15 до 120 с.

Облученную жидкость переносили в центрифужные пробирки и центрифугировали 5 мин при частоте 1000 об./мин. Надосадочную жидкость удаляли.

Осадок переносили на предметное стекло и микроскопировали для визуального подсчета числа яиц и анализа их морфологического строения.

Образцы воды, зараженные яйцами O. felineus, подвергали облучению KrCl- или XeBr-эксилампами, образцы воды, зараженные яйцами Diphyllobothrium latum, – только KrCl-эксилампой. Облучение проводили однократно.

Для проведения УФ-облучения образцов использовали KrCl- и XeBr-эксилампы (l_KrCl = 222 нм, l_XeBr = 282 нм), разработанные в Институте сильноточной электроники СО РАН [4]. Спектры излучения этих источников УФ-излучения приведены на рисунке 1. Средняя мощность излучения составляла P₂₂₂ @ 9 мВт/см 2 и P₂₈₂ @ 30 мВт/см 2 на поверхности колбы эксилампы.

Результаты и обсуждение

В результате проведенных исследований установлено, что инактивация яиц O. felineus излучением KrCl-эксилампы более эффективна по сравнению с облучением XeBr-эксилампой, поскольку при средней мощности KrCl-эксилампы в 3 раза меньшей, чем у XeBr-эксилампы доля яиц O. felineus, сохранившихся после облучения, на 40–70 % меньше, чем для случая XeBr-эксилампы (рис. 3). Максимум излучения KrCl-эксилампы соответствует энергии фотона 5,6 эВ, что заметно выше, чем энергия фотонов излучения XeBr-эксилампы (l_XeBr = 282 нм) – 4,4 эВ. Мы предполагаем, что фотоны с большей энергией эффективнее разрушают оболочку яиц O. felineus. В условиях проведенного эксперимента доля яиц O. felineus, сохранившихся после облучения на 222 нм, составила 15–30 % при поверхностных дозах излучения 5,1–0,3 мДж/см 2 . При облучении на 282 нм доля сохранившихся яиц O. felineus составила 70-90 % при поверхностных дозах излучения 116–4 мДж/см 2 .

Рис. 3. Доля яиц Opisthorchis felineus и Diphyllobothrium latum, сохранившихся после облучения в зависимости от дозы облучения KrCl- и XeBr-эксиламп

Для одного из образцов воды, содержащего яйца O. felineus, после воздействия излучением на 222 нм с поверхностной дозой 8,5 мДж/см 2 , наблюдали полное отсутствие яиц в образце. Линейная аппроксимация зависимости доли яиц O. felineus при облучении на 222 нм (без учета нулевого экспериментального значения при 8,5 мДж/см 2 ) позволяет оценить величину поверхностной дозы, необходимую для полной инактивации – 15,6 мДж/см 2 .

Облучение образцов воды, содержащих яйца D. latum, показало меньшую эффективность инактивации излучением на 222 нм, чем для образцов, содержащих яйца O. felineus. В условиях проведенного эксперимента доля яиц D. latum, сохранившихся после облучения на 222 нм, составила 44–68 % при поверхностных дозах излучения 5,1–0,5 мДж/см 2 .

Различия в достигнутых уровнях инактивации на l = 222 нм для случая яиц O. felineus и D. latum могут быть связаны с большей стойкостью защитной оболочки яиц D. latum, а также различием условий проведения эксперимента (объем воды, мутность, распределение яиц).

В работе приведены первые результаты исследования метода обеззараживания воды, содержащей яйца O. felineus и D. latum, УФ-излучением эксиламп барьерного разряда со спектральными максимумами излучения при 222 и 282 нм (KrCl- и XeBr-эксилампы, соответственно).

Уровень инактивации яиц O. felineus при УФ-облучении на l = 222 нм выше на 40–70 % по сравнению с УФ-облучением на 282 нм. При УФ-облучении на 222 нм воды, зараженной яйцами O. felineus, при поверхностной дозе УФ-излучения 5,1–0,3 мДж/см 2 доля сохранившихся яиц составила 15–30 % от изначального числа.

Уровень инактивации яиц D. latum при УФ-облучении на l = 222 нм значительно меньше по сравнению с инактивацией той же эксилампой яиц O. felineus при сравнимых условиях. При поверхностной дозе 5,1–0,5 мДж/см 2 УФ-излучения на 222 нм доля сохранившихся яиц D. latum составила 44–68 % от изначального числа. Различие эффективности обеззараживания воды от яиц различных гельминтов излучением на одной длине волны можно объяснить влиянием неконтролируемого распределения яиц в контейнере, неравномерной их засветкой и различной мутностью воды в образцах. Для уверенного измерения зависимости доли яиц после облучения от поверхностной дозы необходимо проведение систематических исследований в одинаковых условиях проведения экспериментов (количество воды, мутность образца, равномерное распределение яиц в воде и т. д.). При этом нельзя исключать, что визуально наблюдаемые методом микроскопии яйца гельминтов после облучения эксилампами потеряли жизнеспособность. Кроме того, защитная оболочка яиц различных гельминтов может содержать пигмент (например, билирубин), что снижает эффективность УФ-воздействия.

Авторы благодарят Администрацию Института сильноточной электроники СО РАН в лице директора член-корр. РАН Н. А. Ратахина и зам. директора по НР к.ф.-м.н. И. Ю. Турчановского за идейную и организационную поддержку работы, а также Лабораторию паразитологических исследований Центра гигиены и эпидемиологии по Томской области в лице заведующей Т. Н. Полторацкой и сотрудника Е. Р. Вежниной за подготовку и исследование образцов.

1. Шевцов Д. А., Долженко Л. А., Гримайло Л. В. и др. Способ дегельминтизации хозяйственно-бытовых сточных вод. Патент RU 2167825. – Приоритетная дата: 21.12.1999. – Дата публикации: 27.05.2001.

2. Байнева И., Байнев В. От ламп накаливания к энергоэкономичным источникам света: аспекты перехода // Фотоника. – 2011. – № 6. – C. 30.

3. Соснин Э. А., Тарасенко В. Ф. Эксилампы – перспективный инструмент фотоники // Фотоника. – 2015. – № 1. – С. 60–69.

4. Бойченко А. М., Ломаев М. И., Панченко А. Н. и др. Ультрафиолетовые и вакуумно-ультрафиолетовые эксилампы: физика, техника и применения. – Томск: STT, 2011. – 512 с.

5. Соснин Э. А., Тарасенко В. Ф., Жданова О. С., Красножёнов Е. П. Эксилампы – новый инструмент для проведения фотобиологических исследований // Биотехносфера. – 2012. – №3–4. – С. 52–59.

6. Tarasenko V. F., Sosnin E. A., Zhdanova O. S., Krasnozhenov E. P. Applications of excilamps in microbiological and medical investigations // in Book “Plasma for Bio-Decontamination, Medicine and Food Security” (NATO Science for Peace and Security Series A: Chemistry and Biology) (Eds. By Z. Machala, K. Hensel, Yu. Akishev). Springer, 2012. – P. 251–263

7. Новые направления в научных исследованиях и применении эксиламп / С. В. Автаева, О. С. Жданова, А. А. Пикулев и др. – Томск: STT, 2013. – 246 с.

8. МУК 4.2.3145-13. 4.2. Методы контроля. Биологические и микробиологические факторы. Лабораторная диагностика гельминтозов и протозоозов. Методические указания, утв. Роспотребнадзором 26.11.2013

© 2015 The Author(s). Published by All-Russian Scientific Research Institute of Fundamental and Applied Parasitology of Animals and Plants named after K.I. Skryabin.
This is an open access article under the Agreement of 02.07.2014 (Russian Science Citation Index (RSCI)) and the Agreemnt of 12/06/2014 (CABI org / Human Sciences section)

Для цитирования:
Долбин Д. А., Хайруллин Р. З. Устойчивость яиц гельминтов к неблагоприятным физическим, химическим и биологическим факторам окружающей среды (обзор литературы) // Российский паразитологический журнал. – М., 2017. – Т.39.- Вып.1 . – С.

For citation: Dolbin D. A., Khayrullin R. Z. Resistance of helminth eggs to unfavorable physical, chemical and biological factors of the environment . (Literature review) // Russian Journal of Parasitology, 2017, V. , Iss. , pp.

Устойчивость яиц гельминтов к неблагоприятным физическим, химическим и биологическим факторам окружающей среды

Долбин Д. А., Хайруллин Р. З.

Цель исследования – сделать анализ литературных источников по устойчивости яиц некоторых видов гельминтов к неблагоприятным физическим, химическим и биологическим факторам окружающей среды.

Материалы и методы. Проанализированы литературные источники по изучению устойчивости яиц некоторых видов гельминтов к неблагоприятным физическим, химическим и биологическим факторам окружающей среды.

С целью уничтожения яиц свиной аскариды был предложен метод очистки сточных вод с применением фитопланктона Clorella vulgaris и Scenedesmys obliguus. Очищенная в биопрудах сточная жидкость полностью очищается от яиц гельминтов. Установлено губительное влияние на яйца гельминтов ризосферы бархатцев, календулы, ячменя, проса. Различные простейшие организмы также оказывают влияние на выживаемость яиц гельминтов. Так, Amoeba verrucosa способна захватывать яйца аскарид и свободные личинки, вышедшие из яиц. Хищные инфузории Bursaria truncatula, Stylonichia mytilus и Stentor sp. поглощают яйца аскарид, корацидиев широкого лентеца и мирацидиев печеночной двуустки и полностью переваривают их в течение 24–72 ч. В элиминации яиц гельминтов принимают участие олигохеты, ресничные черви, водные насекомые, ракообразные и моллюски.

Ключевые слова: яйца, гельминты, устойчивость, элиминация, факторы окружающей среды, методы борьбы.

Качественная очистка помещений от навоза, помета обеспечивает удаление основной массы инвазионного начала. Однако, накапливающиеся постепенно яйца, личинки гельминтов, ооцисты и цисты простейших на полах, стенах, возле кормушек способны длительное время сохранять жизнеспособность, достигая инвазионной стадии и вызывая заражение животных.

Несмотря на необходимость проведения указанного мероприятия, чаще всего им пренебрегают. В значительной степени это обусловлено отсутствием или недостатком дезинвазионных средств. Вместе с тем в литературе сформулирована следующая концепция: основу профилактики паразитозов животных составляют интегрированные мероприятия, включающие применение биологических, технологических, экологических, санитарных, а также иммунобиологических, генетических и регулирующих методов при минимальном использовании химических средств [3].

Разработка средств дезинвазии основывается на знании параметров резистентности возбудителей к естественным и искусственным физико-химическим и биологическим факторам. Известно, что выживаемость возбудителей паразитозов зависит как от интенсивности воздействия, так и от способности биологической защиты эктогенных стадий паразитов, связанной со структурой оболочек. Разные возбудители неодинаково относятся к тем или иным средствам воздействия. Литературные данные свидетельствуют о том, что яйца большинства видов нематод, трематод, цестод и акантоцефал имеют слаборазвитую защитную систему оболочек. Исключение составляют яйца аскаридат [4].

Касаясь структуры сферы, окружающей зародыш, многие авторы называют общую оболочку яйца скорлупой. В части её строения большинство сходится во мнении, что у яиц нематод – представителей аскаридат, трихоцефалят и стронгилят имеется четыре оболочки [5]. Это подтверждено на электронно-микроскопическом уровне на примере яиц аскаридий [6]. Более ранними исследованиями у яиц аскаридат отмечено три основных оболочки: эпителиальная, глянцевитая и волокнистая. Из них последняя липоидная, растворимая эфиром, хлороформом, кислотами жирного ряда. Она пропускает воду, но задерживает соли и другие вещества.

Установлено сходство строения скорлупы яиц аскаридат и трихоцефалят. У тех и других плотная средняя оболочка, которая защищает зародыш от неблагоприятных факторов, и она намного мощнее таковой у яиц стронгилят. Это обстоятельство определяет наибольшую устойчивость яиц указанных видов гельминтов к факторам среды и позволяет использовать их в качестве тест-объектов при разработке средств дезинвазии.

Сведения по резистентности возбудителей паразитарных болезней, находящихся на стадиях яйца, необходимы при изыскании и разработке средств дезинвазии. Значительный интерес представляет сравнение устойчивости разных видов нематод с устойчивостью Neoascaris vitulorum. В этой связи представляют интерес данные о влиянии температуры, высушивания, физических и химических средств на яйца и личинки некоторых видов гельминтов.

Яйца нематод (Parascaris equorum, Ascaris suum) погибают в воде при температуре 60 °С за 25–30 с, а при 70–80 °С – за 2 с, яйца Ascaridia galli в воде при температуре 45 °С – за 2 ч, при 55 °С – за 2 с, яйца Ascaris lumbricoides при температуре 50 °С – за 5 мин, при 55–60 °С – за 5 с, а при температуре 65 °С – за 2 с. Высушивание яиц P. equorum при температуре 30–36 °С приводит их к гибели через 3–5 сут. При температуре 45 °С они погибают через 24 ч, при 50 °С – за 3–6 ч, при 55 °С – за 1 ч, при 60 °С – за 30 мин, при 70 °С – за 15 мин. Яйца аскаридий при температуре 40 °С погибают через 15 сут, при 42 °С – за 8 сут, при 44 °С – за 3,5 сут, при 47 °С – за 6 ч, при 55 °С – за 1 ч, при 60–62 °С – за 20 мин, при 70 °С – за 15 мин. Личинки стронгилят лошадей и овец 1–2-дневного возраста гибнут при кратковременном высушивании, а 5–7-суточные – выживают несколько месяцев [4].

Низкие температуры воздуха по-разному действуют на яйца и личинки гельминтов. При отрицательных температурах приостанавливаются обменные процессы и развитие яиц P. equorum, которые выживают при этой температуре около 5 лет. При температуре от 0 до минус 36 °С яйца P. equorum и стронгилят остаются жизнеспособными в течение месяца.

Эффективными для дезинвазии оказались УФ-лучи. Установлено, что они действуют на протоплазму клетки, повышая ее вязкость, повреждают ядро, вызывают мутагенное действие и уродливость личинок при высоких дозах. Эффективны на чистых культурах и в опытах с жидкими средами также ионизирующие излучения и гамма-лучи. Они угнетают эмбриогенез, вызывают гибель зародыша в яйцах гельминтов. Однако на практике для дезинвазии они по существу не применяются из-за сложности выполнения [7].

Внешняя форма яиц N. vitulorum на первый взгляд мало отличается от таковых других видов аскаридат. Яйца имеют круглую, иногда овальную форму и достигают в длину 0,075–0,09 и в ширину 0,065–0,075 мм. Наружная оболочка имеет ячеистую структуру наподобие яиц Toxocara canis. При сравнении их с яйцами P. equorum или Toxascaris leonina бросается в глаза разница в структуре внутренней волокнистой оболочки. В то время как у яиц P. equorum и T. leonina волокнистая оболочка развита очень мощно и хорошо заметна под микроскопом, у N. vitulorum она развита очень слабо и заметна лишь при большом увеличении.

Сравнительная слабость развития покровных оболочек яйца обеспечивает меньшую устойчивость неоаскарид к неблагоприятным факторам окружающей среды, в частности к высыханию и действию прямых солнечных лучей, по сравнению с другими аскаридатами. Чувствительность к высоким температурам у N. vitulorum в целом не ниже чем у других видов аскарид. При температуре 40 °С яйца паразита погибали через 48 ч, при 50 °С – через 30 мин, при 60 °С – через 5 мин, при 65 °С – через 1 мин [8].

Одним из основных методов дезинвазии помещений, средств ухода за животными в практике животноводства, а также в области медицины, является химический. Об этом свидетельствуют многочисленные исследования, которые интенсивно начали проводиться с первого десятилетия прошлого столетия. Затем эти исследования стали менее интенсивными и в последние годы очень малочисленными.

Так как средства дезинвазии должны отвечать довольно жестким требованиям (невысокие концентрации, сравнительно небольшое время экспозиции, низкая токсичность и экологическая безопасность), в настоящий момент Департаментом ветеринарии МСХиП РФ рекомендовано к применению всего 6 средств дезинвазии: едкий натрий, едкий калий, ксилонафт, сернокарболовая смесь, однохлористый йод и хлорная известь. Это придает актуальность поиску новых дезинвазионных средств.

Следует отметить, что результаты оценки эффективности средств дезинвазии у разных авторов сильно колеблются, что связано с различными критериями эффективности и условиями эксперимента. Концентрированная серная кислота вызывает гибель яиц P. equorum при экспозиции 24 ч, соляная и азотная кислоты – при 120-часовой экспозиции, 2–3%-ная серная кислота через 1–3 ч инкубации была не эффективна, 1–2 % NaOH вызывал задержку развития, также как неочищенная карболовая кислота, 1–5%-ный креолин и 4%-ная хлорная известь. Дихлорэтан через 30 ч инкубирования вызывал гибель яиц лошадиной аскариды. Крезол в концентрации 4 % приводил к гибели уже через 2 ч инкубации [4]. Карболовая кислота в концентрации 3–5 % и 5%-ный креолин вызывали гибель яиц P. equorum через 48 ч [9]. На яйца T. canis 2–3%-ный креолин, 50%-ная хлорная известь не оказывают угнетающего эффекта при экспозиции 1–3 ч, а 3%-ная неочищенная карболовая кислота при той же экспозиции приводит к задержке развития. Абсолютно губительны для яиц T. canis негашеная известь и горячая карболовая кислота [4]. Яйца A. galli показывают в опытах сравнительно меньшую устойчивость к химическим реагентам: 5%-ная хлорная известь, 3%-ный креолин, 3 % NaOH вызывали гибель через 24 ч инкубации, 5 % ксилонафт вызывал гибель 9 5% яиц через 2 ч, а совместно с 0,5 % сероуглеродом – 100%-ную гибель яиц. Гибель яиц вызывали также негашеная известь и 4%-ный карбатион через 24 и 48 ч соответственно [6]. В отношении A. suum, формалин в концентрации 4–10 % оказался не эффективным, также едкий натрий 10 % при экспозиции менее суток, при использовании горячего (60 °С) едкого натрия наблюдали частичную гибель яиц. При этом горячая вода (60 °С) сама по себе приводит к гибели 40–50 % яиц A. suum при кратковременном воздействии [5].

Особо следует отметить, что использование горячего и даже холодного 10 % NaOH до сих пор рекомендуется как эффективное профилактическое средство [10].

В целях профилактики неоаскаридозной инвазии рекомендуется в неблагополучных хозяйствах организовывать изолированное содержание стельных коров и телят до 4–5 мес и биотермическое обеззараживание навоза с последующей дезинвазией помещений, а также профилактическая дегельминтизация молодняка крупного рогатого скота, начиная с месячного возраста [12].

Биологические агенты обладают большой избирательностью по сравнению с химическими реагентами, имеют меньшее вредоносное значение для других организмов-сочленов водных биоценозов, легко вписываются в технологические циклы [13]. Поэтому введение их в экологическую систему не вызывает значительного нарушения баланса. Для борьбы с биогельминтами можно применять методы экологической профилактики – подавление численности промежуточных хозяев. Это может быть осушение пойменных водоемов, засыпка и выравнивание поймы, что способствует резкому снижению численности моллюсков в затопляемых поймах. Очевидно, что такие радикальные меры в большинстве случаев ведут к резкому нарушению природного баланса.

Элиминационной способностью в отношении яиц свиной аскариды обладают различные водоросли [14]. Был предложен метод очистки сточных вод с применением фитопланктона (накопительная культура Clorella vulgaris и Scenedesmys obliguus). Очищенная в биопрудах сточная жидкость полностью очищается от яиц гельминтов и частично от кишечной палочки. Наряду с фитопланктоном в процессе самоочищения участвуют коловратки, различные моллюски Anodonta, Unio [15].

На яйца гельминтов губительное влияние оказывает корневая система различных растений. Под влиянием корневой системы редиса и полыни разрушается 50–60 % зародышей аскарид в яйцах. Овоцидную активность проявляет ризосфера бархатцев, календулы, ячменя, проса; ризосфера викоовсяной смеси угнетает развитие яиц аскарид, сохраняя их жизнеспособность [16].

На выживаемость яиц гельминтов оказывают влияние различные простейшие организмы. Так, Amoeba verrucosa способна захватывать яйца аскарид и свободные личинки, вышедшие из яиц [14]. Хищные инфузории Bursaria truncatula, Stylonichia mytilus и Stentor sp. поглощают яйца аскарид, корацидиев широкого лентеца и мирацидиев печеночной двуустки и полностью переваривают их в течение 24–72 ч возможно потому, что те вещества, которые выделяют яйца аскариды в окружающую среду, вызывая у них отрицательную трофическую реакцию.

Не все виды животных, даже в пределах одной группы, проявляют овоэлиминационную активность как, например, равноресничные инфузории таких видов как Colpoda cuculus, Lacrymaria olor. В элиминации яиц гельминтов принимают участие виды олигохет, ресничные черви, водные насекомые [17]. Часть яиц, прошедших через кишечник червей, разрушается, другая часть проходит через кишечник без заметных изменений. Хищные олигохеты семейства Naididae элиминируют личинки филометроидеса, олигохеты Ch. limnaei, Aelosoma sp., Potamothris bedoti вызывают частичное разрушение яиц аскариды и широкого лентеца. Личинки ручейников Phryganea grandis поздней генерации поедают яйца аскарид в большей степени, чем личинки первой генерации.

Эффективными элиминаторами яиц гельминтов оказались водные насекомые с грызущим и колющим аппаратом. Насекомые используют яйца гельминтов в качестве корма: одни заглатывают и переваривают яйца, другие прокалывают скорлупу яиц и высасывают их содержимое. Первый способ элиминации присущ ручейникам и поденкам, второй – водяным клопам Corizidae [18]. В очищении среды от яиц аскарид также принимают участие различные ракообразные и моллюски. Установлено, что моллюски-фитофаги родов Lymnaea, Bradybaena, наземные Oxychilus translucidus служили дессиминаторами яиц гельминтов, в частности аскарид [19]. Моллюски-детритофаги Valvata piscinalis, Bithynia tentaculata, Planorbis sp. значительно повреждают протеолитическими ферментами своего пищеварительного тракта белковую оболочку яиц акарид, снижая тем самым их жизнеспособность.

Анализ литературных источников, комплексная оценка устойчивости яиц гельминтов к неблагоприятным физическим, химическим и биологическим факторам окружающей среды позволят в дальнейшем разработать эффективные противогельминтные препараты, а также средства дезинвазии.

1. Долбин Д. А., Тюрин Ю. А., Хайруллин Р. З. Получение и иммунохимические свойства комплексного аскаридозного антигена. // Вестн. Казан. технол. ун-та. – 2014. – Т. 17, № 13. – С. 266–269.

2. Осипов П. Н., Осипова Л. Н. О валеологической культуре будущего инженера. // Вестн. Казан. технол. ун-та. – 2011. – № 5. – С. 247–251.

3. Черепанов А. А. Концепция противопаразитарных мероприятий для решения научных и практических задач. // Тр. Всерос. ин-та гельминтол. – 1999. – Т. 35. – С. 159–161.

4. Черепанов А. А., Кумбов П. К. Дезинвазия животноводческих помещений: состояние вопроса и перспективы исследований. // Тр. Всерос. ин-та гельминтол. – 1997. – Т. 33. – С. 164–185.

5. Наумычева М. И. Стойкость яиц нематод к химическим веществам и физическим факторам: автореф. дис. … канд. биол. наук. – М., 1954. – С. 8–12.

6. Симонов А. П. Средства и методы дезинвазии объектов внешней среды при гельминтозах: дисс. … д-ра вет. наук. – М.,1976. – 300 с.

7. Лысенко А. А. Эпизоотология и профилактика при аскаридозе кур: автореф. дис. … канд. вет. наук. – М., 1939. – 16 с.

8. Давтян Э. А. К изучению биологии неоаскарид крупного рогатого скота. // Тр. АрмНИВИ. – 1942. – Т. IV. – C. 93–137.

9. Величкин П. А. Устойчивость яиц и личинок стронгилид (делафондий, альфортий) и трихонематид к обычным дезинфекторам. // Тр. Ростов. обл. н.-и. вет. опытн. станции. – 1952. – Вып. 10. – С. 77–86.

10. Абуладзе К. И. Паразитология и инвазионные болезни сельскохозяйственных животных. – М.: Агропромиздат, 1990. – С. 167–169.

11. Мирзоева Р. К. Дезинвазия объектов окружающей среды на территории Республики Таджикистан. // Мед. паразитол. и паразит. бол. – 2007. – № 2. – С. 35–36.

12. Балабекян Ц. И. Терапия при неоаскаридозе телят буйволят и некоторые данные по эпизоотологии и профилактике этого заболевания: автореф. дис. … канд. биол. наук. – М., 1956. – С. 12–16.

14. Костомарова–Никитина Л. П. Влияние Amoeba verrucosa на яйца аскариды. // Мед. паразитол. – 1967. – № 2. – C. 181–184.

15. Герасимов И. П. Научные основы современного мониторинга окружающей среды. // Изв. АН СССР. Сер. географ. – 1975. – Т. 3. – С. 13–24.

16. Николаев С. М. О влиянии корневых выделений растений на развитие яиц свиной аскариды. // Зоол. журнал. – 1968. – Т. LVII, Вып. 12. – С. 1860–1861.

17. Супряга В. Г. К вопросу о роли пресноводных беспозвоночных в эпидемиологии тениаринхоза. // Проблемы паразитологии. – 1972. – Ч. 2. – С. 306–307.

18. Илюшина Т. Л. Гидробионты как факторы, регулирующие численность популяции гельминтов рыб. // Новое в теории и практике борьбы с гельминтозами. – М.,1987. – Вып. 37. – С. 68–76.

19. Аситинская С. Е. К вопросу о роли моллюсков–детритофагов в очищении среды от яиц возбудителя аскаридоза. // Науч. тр. – Омск, 1977. –Т. 128. – С. 31–34.

Рассмотрены факторы риска паразитозов у детей, действие паразитов на организм ребенка, подходы к диагностике паразитарной инвазии и принципы комплексного лечения паразитозов с тем чтобы предотвратить дальнейшее развитие функциональных нарушений с формиров

Risk factors of parasitosis in children was considered, as well as the influence of parasites on a child's body, approaches to the diagnostics of parasitic invasions and principles of integrated treatment of parasitic diseases in order to prevent the further development of functional disorders of the formation of organic pathology.

Паразитарное заболевание — развитие болезненных симптомов в результате жизнедеятельности гельминта или простейших в организме человека [1]. Основной фактор выживания и распространения паразитов — их необычайно высокая репродуктивная способность, а также постоянно совершенствующиеся механизмы приспособления к обитанию в теле человека. К сожалению, настороженность медицинских работников в отношении паразитарных заболеваний у населения в настоящее время чрезвычайно низка, а профилактика гельминтозов сведена к лечению выявленных инвазированных пациентов [12, 13]. Вместе с тем многие исследователи отмечают связь широкой распространенности паразитозов у детского населения с развитием функциональной патологии органов пищеварения на фоне нарушений регуляции и высокий риск формирования хронических заболеваний даже при условии естественной санации ребенка с течением времени.

Самые распространенные и изученные заболевания — аскаридоз, энтеробиоз (рис. 1) и лямблиоз — регистрируются повсеместно. В России ежегодно выявляется более 2 млн больных нематодозами. При оценке территориального распределения лямблиоза по России установлено, что самый высокий средний уровень показателей заболеваемости в течение многих лет отмечен в Санкт-Петербурге, причем пораженность детей, посещающих детские учреждения, составляет 35% [2].

Каждый человек в течение жизни неоднократно переносит различные паразитарные заболевания [9]. В детском возрасте паразитозы встречаются чаще. У детей раннего возраста (до 5 лет) этому способствует широкая распространенность репродуктивного материала паразитов (цисты, яйца, личинки (рис. 2)) в окружающей среде и недостаточное развитие гигиенических навыков.

Значимость определенных факторов риска меняется в соответствии с возрастом ребенка. Доказано, что для детей младшего возраста более значимы санитарно-гигиенические условия проживания, а для подростков при сборе анамнеза необходимо уделить внимание социально-экономическим и географическим факторам (пребывание в лагере, туристическая поездка, наличие младшего брата или сестры) (рис. 3).

Транзиторное снижение противоинфекционного иммунитета как фактор риска возникновения паразитоза у детей регистрируется также в период реконвалесценции после вирусных заболеваний, вызываемых вирусами герпетической группы (цитомегаловирус, вирус простого герпеса I и II, вирус Эпштейна–Барр), может возникать в результате ятрогении (применение иммуносупрессивной терапии при аллергических и аутоиммунных заболеваниях). В настоящее время значимая доля детей находится в состоянии дезадаптации, которое также сопровождается снижением иммунной защиты.

Иммунную защиту желудочно-кишечного тракта (ЖКТ) ребенка можно условно разделить на специфическую и неспецифическую. К неспецифической защите относят комплекс условий нормального пищеварения: зрелость ферментативных систем, обеспечение кислотно-щелочного градиента в различных отделах ЖКТ, деятельность нормальной микрофлоры, адекватную моторику.

Отдельно необходимо отметить, что для такого заболевания, как лямблиоз, предрасполагающим фактором инвазии является нерегулярное и недостаточное отделение желчи в кишечник при аномалиях развития желчного пузыря (перетяжки, перегибы). Лямблиоз, выявленный у пациентов педиатрического отделения МОНИКИ, в 100% случаев сопровождался дисфункцией билиарного тракта.

У детей в восстановительном периоде после острых кишечных инфекций, после массивной антибиотикотерапии, а также у пациентов с хронической патологией органов пищеварения сопутствующие нарушения ферментного обеспечения, нормофлоры и моторики кишечника также делают ЖКТ более уязвимым для паразитов (рис. 4).

Специфическая защита слизистой оболочки органов пищеварения зависит от возраста ребенка и его зрелости. Механизм специфической иммунной защиты является одной из наиболее древних систем организма, так как гельминтозы сопровождают человечество в течение многих тысячелетий. Этот механизм представлен прежде всего эозинофилами крови и иммуноглобулином Е.

Классический развернутый антипаразитарный ответ может быть сформирован у ребенка не ранее достижения им 4 лет и тесно связан с качеством и количеством IgE, созревающего к этому возрасту. При контакте организма с паразитом в первую очередь выделяются медиаторы воспаления: интерлейкин, лейкотриен С4, D4, простагландины, тромбоксаны. Увеличивается количество лимфоцитов, продуцирующих IgM и IgG. В клиническом анализе крови отмечается рост уровня эозинофилов и базофилов, связанный с увеличением содержания этих клеток в тканях инвазированного органа. Встречаясь с личинками паразита, тканевые базофилы выделяют гепарин и гистамин, которые в сочетании с лейкотриенами и другими медиаторами воспаления вызывают общие проявления: зуд, реактивный отек, гиперемию, а также могут спровоцировать общие проявления: бронхоспазм, проявления крапивницы или диарею. Аллергическое воспаление при паразитозах развивается по классическому пути и призвано создать условия, приводящие к гибели и/или элиминации паразита [5].

Вместе с тем эозинофилы обладают выраженным цитотоксическим потенциалом, превышающим возможности других клеток крови, что объясняет первостепенное значение эозинофилов в антипаразитарных реакциях и их повреждающую роль при аллергии. Основное действие эозинофилы оказывают в барьерных тканях. В очаге инвазии они дегранулируют, оказывая гельминтотоксическое и цитотоксическое действие. Белки эозинофильных гранул (большой основной протеин, эозинофильная пероксидаза, эозинофильный катионный протеин, эозинофил-производный нейротоксин) токсичны не только для паразита, но и для клеток организма ребенка. Еще одной из важных причин системных и органных поражений, сопутствующих паразитозам, является образование иммунных комплексов [9, 10].

Действие паразитов на организм ребенка осуществляется с вовлечением многих систем. Практически все их виды могут вызывать сдвиг соотношения Th1/Th2 клеток в направлении, благоприятном для их выживания. Описаны случаи, когда продукты выделения паразита оказывали гормоноподобное действие на организм хозяина [5].

Местное влияние паразиты осуществляют, вызывая контактное воспаление слизистой оболочки и стимулируя вегетативные реакции. При этом нарушаются процессы кишечного всасывания, адекватная моторика ЖКТ и его микробиоценоз.

Системное влияние оказывается за счет использования паразитом энергетического и пластического потенциала пищи в ущерб организму ребенка, индукции аллергии и аутоиммунных процессов, целенаправленной иммуносупрессии и эндогенной интоксикации. Проведенными исследованиями показано, что аллергический синдром сопутствует аскаридозу и энтеробиозу в 71,3% случаев. Среди детей с атопическим дерматитом паразитозы выявляются у 69,1%, при этом лямблиоз из числа всех инвазий составляет 78,5% [4].

Особенно узнаваемую клиническую картину формирует токсокароз (рис. 5). Клиническими маркерами этой инвазии являются лейкемоидная реакция эозинофилов (от 20% и выше эозинофилов в формуле крови), сопровождающая ярко и упорно протекающий аллергический синдром в виде атопического дерматита с выраженным зудом и резистентностью к традиционной терапии или тяжелую бронхиальную астму с частыми приступами.

В 75,3% случаев паразитозы сопровождаются разнообразными функциональными нарушениями со стороны ЖКТ. Рядом работ доказано, что паразитарная инвазия способна вызывать нарушения углеводного обмена, а также дисахаридазную недостаточность за счет снижения уровня лактазы [7, 9].

У большинства детей нарушения адаптации являются одним из важных звеньев патогенетического процесса при паразитозе. Следует отметить, что состояние дезадаптации затрагивает в первую очередь лимфоцитарное звено иммуногенеза, что не может не сказываться на созревании и дифференцировке специфического иммунитета.

Диагностика паразитозов

До настоящего времени ведется поиск простого, доступного и надежного метода диагностики паразитозов. Разработанные методики прямого визуального обнаружения требуют минимальной экспозиции диагностического материала, многократных повторных исследований. Известные способы диагностики глистных инвазий и протозоозов, такие как метод толстого мазка фекалий по Като, метод формалин-эфирного осаждения, перианальный соскоб, микроскопия пузырной и печеночной желчи, имеют ряд недостатков, связанных как с особенностями развития паразита, так и с состоянием макроорганизма и его реактивностью.

Непрямые методы исследования (определение специфических антител) обладают недостаточной специфичностью и достоверностью. Известно, например, что, проходя сложный цикл развития от яйца до взрослого состояния, гельминты меняют свой антигенный состав. Антитела в организме хозяина вырабатываются в основном в ответ на поступление экскретов и секретов гельминта, тогда как в иммунодиагностических реакциях используются соматические антитела. Возникающая неспецифическая сенсибилизация организма, общность некоторых антигенов трематод, простейших и человека создают высокий удельный вес ложноположительных серологических реакций в титрах ниже достоверно диагностических. Таким образом, исследование методом иммуноферментного анализа (ИФА) на гельминты является высокочувствительным, но низкоспецифичным методом. Определение паразитов методом полимеразной цепной реакции (ПЦР) является высокоспецифичным и высокочувствительным методом, но из-за дороговизны и сложности не может быть скрининговым, когда, например, нужно обследовать группу детей из детского учреждения.

Не теряет своей актуальности клинический осмотр ребенка и внимательный учет косвенных признаков паразитоза. Важно отметить возможность течения паразитоза при аллергическом и астеническом синдроме, полилимфаденопатии неясного генеза, при нарушениях кишечного всасывания, углеводного обмена, при затяжном и хроническом течении болезней пищеварительного тракта, гепатоспленомегалии неясного генеза. Течение паразитарной инвазии имеет клинические особенности: обычно признаки поражения минимизированы, заболевание носит стертый характер, обострения полиморфны и неярки. Особенностью обострений заболеваний данной группы является их цикличность с периодом в 11–15 дней.

Косвенными лабораторными признаками паразитоза могут быть анемия, базофилия, эозинофилия, увеличение уровня аспартатаминотранферазы (АСТ).

Кроме того, признаки возможной паразитарной инвазии следует учитывать при оценке результатов инструментального исследования. При ультразвуковом исследовании органов брюшной полости у ребенка старше 3 лет косвенными признаками паразитоза являются гепатоспленомегалия, неравномерность паренхимы печени и селезенки за счет мелких гиперэхогенных сигналов, увеличенные лимфатические узлы в воротах селезенки.

Лечение гельминтозов

Лечение гельминтозов должно начинаться с применения специфических антигельминтных препаратов. Современный арсенал лекарственных средств, используемых для лечения кишечных паразитозов, включает значительное количество препаратов различных химических классов [11]. Они применяются как в клинической практике для лечения выявленных больных, так и с целью массовой профилактики.

Определяя препарат для специфической противопаразитарной терапии, следует понимать, что спектр действия этих препаратов не особенно широк. Практически все препараты этой группы применяются многие десятки лет и целесообразно предположить, что паразиты выработали системы приспособления и заболевание может быть резистентным к проводимой терапии. По данным Г. В. Кадочниковой (2004), эффективность такого традиционного препарата, как Декарис, в современных условиях не достигает 57%. Кроме того, эта группа противопаразитарных средств, к сожалению, имеет ряд побочных эффектов: тошноту, рвоту, абдоминальный синдром.

Таким образом, в современных условиях следует отдавать предпочтение более современным препаратам, которые, во-первых, являются универсальными для лечения как нематодозов, так и смешанных глистных инвазий и активны в отношении такого распространенного паразита, как лямблия. Во-вторых, использование одного противопаразитарного препарата, а не их комбинации, ощутимо снижает риск неприятных побочных эффектов. На сегодняшний день единственный представитель этой группы в нашей стране — альбендазол (Немозол).

Для лечения аскаридоза у детей старшего возраста или при рецидивировании заболевания в настоящее время под наблюдением врача может быть применен комбинированный прием антигельминтных средств (например, альбендазол в течение трех дней, затем — Вермокс в течение трех дней). Непременным условием успешной дегельминтизации больных энтеробиозом являются одновременное лечение всех членов семьи (коллектива) и строгое соблюдение гигиенического режима для исключения реинвазии. Следует отметить, что важное значение имеет ежедневная влажная уборка, так как были описаны казуистические случаи распространения репродуктивного материала остриц на частичках пыли на высоту до 1,5 метра.

В педиатрической клинике МОНИКИ разработаны принципы терапии паразитозов, учитывающие особенности патогенеза инвазии и позволяющие качественно и надежно вылечить данную группу заболеваний. Благодаря применению разработанной схемы терапии удается эффективно предотвратить реинвазию и развитие функциональных нарушений органов пищеварения у детей.

Принципы терапии больных паразитозами

1. Прием антипаразитарных препаратов проводится с учетом вида возбудителя инвазии.

Препараты, применяемые в лечениии аскаридоза:

Вермокс (мебендазол) (для детей с 2 лет) — по 100 мг 2 раза в сутки в течение 3 дней;
Пирантел — 10 мг/кг однократно;
Немозол (альбендазол) (для детей с 2 лет) — 400 мг однократно.

Препараты, применяемые в лечении энтеробиоза:

Вермокс (мебендазол) (для детей с 2 лет) — 100 мг однократно;
Пирантел — 10 мг/кг однократно;
Немозол (альбендазол) (для детей с 2 лет) — 400 мг однократно.

Препараты, применяемые в лечении лямблиоза:

орнидазол 25–30 мг/кг (если масса тела больше 35 кг — 1000 мг) в два приема в течение 5 дней, 1 день — 1/2 дозы, повторный курс через 7 дней;
Макмирор (нифурател) — по 15 мг/кг 2 раза в сутки в течение 7 дней;
Немозол (альбендазол) — по 15 мг/кг однократно в течение 5–7 дней.

2. Лечение паразитоза предусматривает измененные в результате жизнедеятельности паразитов свойства пищеварительного тракта ребенка (функциональные нарушения органов пищеварения, ферментопатия, изменение микробиоценоза) и их коррекцию курсами ферментных препаратов и синбиотиков (табл. 1).

3. Обязательное применение энтеросорбентов и комплекса поливитаминов с микроэлементами (табл. 2 и 3).

Таким образом, разработанные в клинике педиатрии МОНИКИ принципы комплексной терапии паразитозов у детей предусматривают поэтапное восстановление функционального состояния ЖКТ, нарушенного в результате местного и системного влияния паразитов. Применение комплексной терапии позволяет предотвратить дальнейшее развитие функциональных нарушений с формированием органической патологии, а также избежать реинвазии.

Литература

Л. И. Васечкина 1 , кандидат медицинских наук
Т. К. Тюрина, кандидат медицинских наук
Л. П. Пелепец, кандидат биологических наук
А. В. Акинфиев, кандидат медицинских наук

Самые распространенные виды глистов — острицы и аскариды

— Марина Зеноновна, о каких видах глистов стоит знать в первую очередь?

— Думаю, многие слышали о так называемом энтеробиозе — это разновидность гельминтоза, вызываемого червями из рода остриц (полостной червь некрупного размера, относится к группе круглых червей белого или серо-белого цвета). По последним данным, из большинства известных случаев до 37% людей страдают от поражения именно этими глистами. Хотя лично я уверена, что цифра занижена, так как, в основном, исследуются группы детей, но ведь взрослые заражаются тоже.

На втором месте аскаридоз — это разновидность гельминтоза, вызванная круглыми червями, принадлежащими к классу нематод, семейству аскариды (круглый червь красноватого цвета (после гибели цвет тела изменяется на желтовато-белый). Распространенность в популяции у него в несколько раз ниже, однако течение аскаридоза более тяжелое и характеризуется рядом серьезных осложнений.

Всего в Беларуси встречается около 20 видов гельминтов. Кроме того, заражение может быть комбинированным, когда в организме выявляются разные группы гельминтов.

Симптомы заражения редко проявляют себя сразу

— Где конкретно в теле человека живут эти паразиты?

— Их локализация сложная, существует много классификаций и в зависимости от вида, а также миграции личинок, обосноваться глисты могут где угодно: в печени, кишечнике, легких и даже головном мозге.

— Чем опасны гельминты?

— Опасность будет определяться степенью инвазированности, то есть количеством попавших в организм личинок и степенью их развития. Большую роль играет иммунитет, так как большинство паразитов погибает уже при поступлении благодаря слюне, желудочному соку, ферментам и так далее. Те гельминты, которым все-таки удалось выжить, поражают организм и мешают его гармоничной работе.

Симптомы и у детей, и у взрослых могут быть самыми разными:

отсутствие аппетита;
расстройство желудка;
тошнота и рвота;
неприятный запах изо рта;
непроходящий насморк и кашель;
высыпания на коже;
ночной зуд вокруг ануса;
боли в области пупка;
повышенная утомляемость

Обычно вышеперечисленные сигналы организм подает на более поздних стадиях развития глистной инвазии. На ранних этапах заподозрить что-то достаточно сложно.

Глисты не любят лук и чеснок

— Почему считается, что дети больше подвержены заражению, чем взрослые?

— Во-первых, у взрослых организм крепче. Иммунитет, как правило, выше, и он лучше справляется с непрошеными гостями.

Во-вторых, уровень pH в желудке у малышей и их родителей разный. У деток он нейтральный. У взрослых — кислотность выше, а гельминты очень не любят кислую среду.

В-третьих, у взрослых другой рацион питания. Что повышает кислотность? Лук, чеснок, горчица, острые специи, горькие травы (вроде полыни, трифоли, зверобоя) и…алкоголь. При употреблении данных продуктов желудочный сок становится особенно едким, что не дает шансов на жизнь многим паразитам, попавшим туда. Хотя взрослые употребляют и термически не обработанные рыбу, мясо и морепродукты, в которых как раз-таки могут содержаться гельминты. Это определенный риск.

С модой на здоровый образ жизни на столах многих людей появились свежевыжатые соки. Это хорошо, они содержат фитонциды, которые подавляют развитие паразитов и даже убивают их. Особенное внимание я бы рекомендовала обратить на морковный, капустный и свекольный соки.

За питанием мальчиков и девочек следят родители, которые, скорее, согласятся дать младшеньким конфетку, нежели лук (хотя в маленьком количестве, если ребенок хочет, ему вполне можно разрешить попробовать этот овощ, разумеется, учитывая индивидуальные особенности здоровья малыша).

К сожалению, сегодня появился красивый и вкусный фастфуд, который дети очень любят. А ведь подобная пища — это быстрые, легко усвояеемые углеводы, которые меняют кислотность желудка не в сторону повышения, а как раз готовят уютную и приятную среду обитания для паразитов.

— Какое назначается лечение?

— Не стоит принимать решений самостоятельно, особенно по отношению к своим деткам. Если возникли какие-то подозрения, обратитесь к терапевту или педиатру. Врач назначит анализ, по результатам которого определит, есть ли заражение и какова его степень.

Для диагностики необходимо исследование кала на наличие гельминтов (кал на яйца глист). Помогает и общий анализ крови. О возможной проблеме говорит: пониженное содержание гемоглобина, повышенное СОЭ, повышенное количество эозинофилов. Эффективен также современный метод лабораторной диагностики — исследование крови с помощью ИФА.

Исходя из полученных данных, а также из особенностей конкретно вашего организма или организма ребенка, специалист подберет подходящий препарат и (что очень важно) его дозу.

Важно! Так как энтеробиоз отличается достаточно высокой контагиозностью (свойство инфекционных болезней передаваться от больных людей или животных здоровым восприимчивым людям (животным), то необходимо обследование и родственников инвазированного. Поэтому может понадобиться лечение не только человеку, у которого выявлен гельминтоз, но и всем членам семьи (и взрослым, и детям, и даже домашним животным).

Глисты достаточно долго живут в открытой среде, передаются при контактах и через предметы от инвазированного к здоровому человеку. Вот почему так важна личная гигиена.

Кормящим мамам и беременным женщинам нужно быть особенно внимательными

— Назначаются ли такие препараты беременным женщинам?

— Гельминтоз — это крайне нежелательная ситуация для беременных женщин. Хорошо бы постараться все проверить и уладить вопрос еще на стадии планирования беременности.

Если все же выявилось заражение, конечно, процесс нельзя запускать. Проблему необходимо решать. Специальных противогельминтных препаратов для беременных нет. Поэтому врач, внимательно изучив состояние женщины, пойдет по пути наименьшего сопротивления. Он должен подобрать индивидуальную схему лечения, которая будет эффективной, но при этом щадящей для организма в каждом конкретном случае.

— Передаются ли глисты от мамы к ребенку через молоко?

— Нет. В молоке как раз наоборот содержатся иммуноглобулины, защищающие ребенка. Но ведь мама контактирует с малышом, поэтому через прикосновение, бутылочки, одежду и так далее она все равно может передать личинки паразитов.

Кстати, думаю, все понимают, что если кормящей маме назначили противогельминтный препарат, ее должны предупредить, что на этот период необходимо перевести ребенка на искусственное питание, так как вместе с молоком выводятся и токсичные вещества принимаемого лекарственного средства. Организм малыша к таким серьезным нагрузкам не готов.

Глисты собак более опасны для человека, чем глисты кошек

— Как часто нужно сдавать анализ на наличие глистов?

— Мнения специалистов тут разнятся. Многие эпидемиологи считают, что необходимо проводить курсовые приемы профилактических препаратов целым группам (в детских садах, школах, рабочих учреждениях). Но ведь если хотя бы один человек отказался от этих действий, смысла в них особо нет. Даже если останется единственный инвазированный, как я уже говорила, шансы на дальнейшее распространение гельминтов очень высоки.

Но это не значит, что не стоит время от времени обследовать свой организм и помогать ему, если вдруг что-то не так. Вспышка заболевания наблюдается обычно весной (апрель-май) и осенью (октябрь-ноябрь). В данные периоды хорошо бы самостоятельно обратиться к педиатру, терапевту, сдать анализ и проверить, все ли хорошо, а заодно (если говорить о детях) при выявлении проблемы было бы неплохо предупредить об этом воспитателя группы в детском саду или учителя в школе, чтобы они сообщили всем другим родителям и приняли меры.

— Передаются ли гельминты от животных к хозяевам?

— Да, притом кошки, как правило, передают больше их видов, чем собаки, но гельминты последних более серьезны. Так, например, собаки могут стать причиной токсокароза у человека. Это гельминтоз из группы нематодозов, характеризующийся лихорадкой, бронхитом, пневмонией, гепатоспленомегалией, эозинофилией.

Если у вас есть домашнее животное, не забывайте о следующих правилах:

не целуйте питомцев;
не пускайте их в свою постель;
не забывайте часто мыть руки, особенно перед едой;
своевременно проводите осмотр животного у ветеринара;
если у собаки обнаружились глисты, обратитесь к врачу, скорее всего, пропить лекарства будет необходимо всей семье;
старайтесь выгуливать любимцев в положенном месте.

Хочу обратить внимание любителей всего необычного на тот факт, что прежде, чем приобрести экзотическое животное, подробно изучите информацию о его физиологии, убедитесь, что оно здорово, узнайте о возможных рисках. Ведь черепашки, обезьянки, игуаны, лемуры и так далее могут принести в ваш дом паразитов, с которыми совершенно незнаком наш организм. Все это иногда приводит к большим трудностям как в диагностике, так и в лечении.

Читайте также: